Sayeed Shahriyar1*, Soleh Akram2, Koushik Khan1, Md. Faruk Miya1 và Md. Abdur Rauf Sarkar3

1Bộ môn Công nghệ Sinh học, Khoa Nông nghiệp, Đại Học Nông Nghiệp Bangladesh, Mymensingh-2202, Bangladesh

2Bộ môn Di truyền và Chọn giống Cây trồng, Khoa Nông nghiệp, Đại Học Nông Nghiệp Bangladesh, Mymensingh-2202, Bangladesh

3Bộ môn Kỹ thuật Di truyền và Công nghệ Sinh học, Đại học Khoa học và Công nghệ Jessore, Jessore-7400, Bangladesh

*Tác giả chính: Sayeed Shahriyar, Bộ môn Công nghệ Sinh học, Khoa Nông nghiệp, Đại Học Nông Nghiệp Bangladesh, Mymensingh-2202, Bangladesh. Điện thoại: +8801914633776; E-mail:

m15121415@bau.edu.bd
 

Nhận: 27 tháng 07 năm 2015/ Chấp nhận đăng: 10 tháng 09 năm 2015/ Đăng: 30 tháng 09 năm 2015

Một trong những mục tiêu của thí nghiệm là chuẩn hóa nồng độ HgCl2 để xử lý mẫu trong quá trình khử trùng. Các mục tiêu khác bao gồm phát triển một quy trình tái sinh hiệu quả về chi phí để sản xuất quy mô lớn cây con Solanum tuberosum thuộc giống Cardinal từ các dòng vô tính có chọn lọc tốt hơn thông qua phương pháp nhân giống in vitro. Lựa chọn chất điều hòa tăng trưởng cho việc tái sinh, kéo dài nhiều chồi cây và cảm ứng ra rễ. Để sản xuất cây con đồng nhất về mặt di truyền trong một thời gian ngắn và có khả năng sống sót trong điều kiện tự nhiên sau khi được nuôi cấy trong môi trường in vitro. Các mẫu đỉnh chồi cây và đoạn mắt từ cây khoai tây trên đồng ruộng được sử dụng làm vật liệu thí nghiệm trong nghiên cứu này. Tất cả các cây trồng được nuôi cấy trên môi trường Murashige và Skoog có bổ sung các chất điều hòa tăng trưởng thực vật khác nhau. Để khử trùng bề mặt mẫu, xử lý với HgCl2 (0.1%) trong 2 phút cho hiệu quả nhất trong việc phá hủy hoàn toàn các mầm bệnh ở bề mặt mẫu và thu được các mô khỏe mạnh. Việc tái sinh chồi cây được quan sát trên cả hai loại mẫu là đỉnh chồi cây và các đoạn mắt. Môi trường Murashige và Skoog không chứa hormone có số lượng chồi cây tối đa (17) trên mỗi mẫu nuôi cấy và cũng thu được chiều dài trung bình của chồi cây cao nhất (5cm). Mặt khác, trong 3 môi trường với 6-benzyl amino purine, nồng độ 0.2mg/L cho thấy tỷ lệ nhân chồi cây cao nhất (73%) và chiều dài trung bình cao nhất (4cm). Với Gibberellic acid thì nồng độ 0.1mg/L trong môi trường Murashige và Skoog cho thấy tỷ lệ tái sinh chồi cây cao nhất (82%) và chiều dài trung bình cao nhất (4.5cm). Qua toàn bộ thí nghiệm đã cho thấy rằng các đỉnh chồi cây có đáp ứng tốt cho quá trình vi nhân giống. Trong cảm ứng tạo rễ, môi trường Murashige và Skoog được bổ sung với nồng độ khác nhau (0.5, 1, 1.5 và 2mg/L) indol-3-acetic acid và kinetin. Trong đó, với nồng độ 1.5 mg/L indol-3-acetic acid +1.5mg/L kinetin cho thấy tỷ lệ tái sinh rễ thấp nhất (40%) và chiều dài trung bình của rễ chỉ đạt 1.5 cm. Ngược lại, môi trường Murashige và Skoog không bổ sung chất điều hòa tăng trưởng cho thấy tỷ lệ tái sinh rễ đạt 96% và chiều dài trung bình của rễ cao nhất (2.5 cm). Môi trường Murashige và Skoog không bổ sung hormone cho thấy hiệu quả tái sinh rễ tốt nhất.
 

Từ khóa: Tái sinh; khoai tây, indole acetic acid (IAA); kinetin (KIN)
 

Khoai tây (Solanum tuberosum L.) là một loài tứ bội mang củ thuộc họ Solanaceae. Khoai tây được nuôi cấy có 4 bộ nhiễm sắc thể, tuy nhiên có khoảng 150 loài “khoai tây” hoặc Solanum mang củ là loài tứ bội, tam bội, nhị bội,… Khoai tây thuộc họ gồm khoảng 90 chi và 2500 loài. Mặc dù họ này có thể được tìm thấy trên toàn thế giới, nhưng tập trung nhiều ở những vùng nhiệt đới của châu Mỹ Latin (Cearley và Bolyard, 1997). Khoai tây không chỉ là một loại cây rau màu quan trọng mà còn là một cây lương thực thay thế lúa gạo và lúa mì tại Bangladesh. Củ khoai tây là một dạng thân bị biến đổi. Thành phần của nó gồm khoảng 70-75% nước, 25-30% vật chất khô; hàm lượng tinh bột cao (nhiều hoặc ít hơn 20%); ít đường (<3%), có 5-8% protein trên trọng lượng khô.
 

Khoai tây sản xuất gần gấp đôi lượng calories mỗi hectare so với gạo hoặc lúa mì (Trujillo et. al., 2001). Khoai tây cũng sản xuất protein hiệu quả hơn 83% so với lúa gạo. Củ khoai tây là một trong những nguồn giàu vitamin nhóm B-complex nhất, như pyridoxine (vitamin B6) thiamin, niacin, pantothenic acid và các folate. Củ khoai tây tươi cũng là một nguồn dồi dào vitamin-C, một tác nhân chống oxi hóa.
 

Mục tiêu của thí nghiệm bao gốm chuẩn hóa việc xử lý mẫu với HgCl2 trong quá trình khử trùng mẫu. Để phát triển một quy trình tái sinh hiệu quả về chi phí nhằm sản xuất quy mô lớn cây con Solanum tuberosumi giống Cardinal từ các dòng vô tính có chọn lọc tốt hơn thông qua phương pháp nhân giống in vitro. Chọn chất điều hòa tăng trưởng cho mục đích tái sinh, kéo dài nhiều chồi cây và cảm ứng tạo rễ. Sản xuất cây con đồng nhất về mặt di truyền. Thu được số lượng lớn cây con trong một thời gian ngắn. Để thiết lập cây con in vitro phát triển trong môi trường tự nhiên.
 

Thí nghiệm được tiến hành tại Bộ môn Kỹ thuật Di truyền và Công nghệ Sinh học, Đại học Khoa học và Công nghệ Jessore, Bangladesh.
 

Các đỉnh chồi và đoạn mắt được sử dụng cho vi nhân giống cây Solanum tuberosum (potato), một giống Cardinal. Mẫu đã khử trùng bề mặt được cắt thành những đoạn dài 1.0-1.5cm. HgCl2 (0.1%) được sử dụng như một tác nhân khử trùng bề mặt trong thời gian khác nhau, từ 1 đến 5 phút, sau đó rửa kỹ dưới vòi nước máy đang chảy và xử lý tiếp với hai giọt Tween-20 (tác nhân thấm ướt) trong 5-6 phút rồi rửa lại nhiều lần các mẫu vật liệu bằng nước cất. Tiếp theo, sử dụng savlon (ACI Ltd. BD) như chất tẩy rửa và tác nhân hoạt động bề mặt. Để nuôi cấy cây, các loại muối khoáng cơ bản đã được sử dụng bao gồm các loại đa khoáng, vi khoáng và vitamin. Trong thí nghiệm hiện tại, môi trường nuôi cấy khác nhau với nhiều loại chất điều hòa tăng trưởng và phụ gia khác nhau được sử dụng để nuôi cấy đỉnh chồi và đoạn mắt: (a) Môi trường Murashige và Skoog (MS - Murashige và Skoog, 1962) với nồng độ khác nhau của 6-benzyl amino purine, Gibberellic acid được sử dụng riêng lẻ để cảm ứng tạo chồi cây. Về nguồn carbon, 3% đường được sử dụng và môi trường được tạo thạch bằng 6-6.2% agar (b) Môi trường MS và ½MS với nồng độ indol-3-acetic acid và kinetin khác nhau được sử dụng để cảm ứng ra rễ.
 

pH của môi trường được chỉnh đạt 5.8 bằng cách sử dụng NaOH 1N. Hấp khử trùng môi trường ở 121OC trong 20 phút sau khi chỉnh pH. Các mẫu được cấy vào môi trường cảm ứng tạo sẹo ở 25 ± 20C trong 3-6 tuần trong điều kiện ánh sáng trắng (2500-3000 lux). Chu kỳ quang được duy trì chung là 16 giờ sáng và 8 giờ tối. Các vật chứa dùng để nuôi cấy như ống nghiệm, bình tam giác (erlen thủy tinh), các dụng cụ và thiết bị khác như ống đong, đũa thủy tinh, cốc becher, dụng cụ bơm pipette, parafilm, nút bông, dây thun, giấy lọc, giấy bạc (giấy nhôm), kẹp, hộp quẹt, bút marker, đèn cồn, kim, lưỡi dao sắc, kính hiển vi soi nổi, cân điện tử, nồi hấp, máy đo pH, máy khuấy từ, tủ cấy vô trùng (laminar airflow machine),… được sử dụng cho nghiên cứu này. Dữ liệu được ghi nhận với các thông số sau: thời gian khác nhau để khử trùng bề mặt mẫu, số ngày để chồi cây tái sinh, số lượng chồi cây mỗi mẫu, số ngày cảm ứng ra rễ, số lượng rễ từ mỗi mẫu cấy.
 

Nghiên cứu này đề cập đến ảnh hưởng của nồng độ HgCl2 khác nhau trong thời gian xử lý khác nhau khi khử trùng bề mặt mẫu, vi nhân giống và đưa cây con in vitro ra môi trường tự nhiên. Một số thí nghiệm được xây dựng với những loại mẫu khác nhau như: các đoạn mắt, các đỉnh chồi cây. Các mẫu này được sử dụng để cảm ứng tạo chồi cây và ra rễ đối với những chồi cây đã tái sinh in vitro.
 

Việc chuẩn hoá quá trình khử trùng bề mặt mẫu được thực hiện bằng các thử nghiệm và thí nghiệm sai số. Khử trùng bề mặt mẫu được thực hiện với dung dịch HgCl2 0.1% trong khoảng thời gian khác nhau từ 1 đến 5 phút. Ảnh hưởng của thời gian xử lý đến sự khử trùng bề mặt mẫu được tổng hợp trong Bảng 1.
 

Khi xử lý với dung dịch HgCl2 0.1% trong 1 phút, mẫu không thể được khử nhiễm khi nuôi cấy trên môi trường Murashige và Skoog. Khi xử lý trong 1.5 phút, 80% mẫu được khử nhiễm và 90% các đoạn mắt với mô khoẻ mạnh được ghi nhận khi xử lý trong 2 phút. Mẫu không nhiễm nhưng một phần hoặc toàn bộ mô bị chết khi xử lý mẫu trong một thời gian dài (5 phút).
 

Với nồng độ HgCl2 thấp hơn và xử lý trong thời gian ngắn không thể giết chết vi sinh vật trên bề mặt mẫu, tất cả mẫu nuôi cấy bị nhiễm sau 4-6 ngày nuôi cấy. Khi sử dụng nồng độ HgCl2 cao hơn trong thời gian ngắn cho thấy một số hiệu quả nhưng nếu xử lý trong thời gian dài thì sẽ gây chết mô cấy.

Khử trùng bề mặt mẫu được chuẩn hoá với dung dịch HgCl2 trong 2 phút cho hiệu quả tốt nhất.
 

Bảng 1: Ảnh hưởng của thơi gian xử lý khác nhau với HgCl2 khi khử trùng bề mặt mẫu
 

Thời gian xử lý Hgcl2 (phút)	Số lượng mẫu khác nhau	Tỷ lệ nhiễm sau số ngày cấy					% mẫu sống
		3	5	7	10	12
1	20	2	5	6	8	10	0.0
1.5	20	-	-	1	1	2	80
2	20	-	-	-	-	1	90
3	20	*	*	*	*	*	42
4	20	**	**	**	**	**	10
5	20	***	***	***	***	***	0.0

 

Ghi chú: - = Không nhiễm; *= Mô chết một phần; **=Mô chết vừa phải; ***= Mô chết hoàn toàn
 

Các chất điều hòa tăng trưởng khác nhau bao gồm 6-benzyl amino purine và gibberellic acid được sử dụng ở nồng độ khác nhau để kích thích tạo chồi trực tiếp từ các mẫu mắt và đỉnh chồi cây khoai tây (Hình 1). Các đoạn mắt và chồi cây được trải qua quá trình phát sinh cơ quan trực tiếp trên môi trường Murashige và Skoog có bổ sung các chất điều hoà tăng trưởng với nồng độ và sự kết hợp khác nhau. Tái sinh in vitro mẫu đốt cây cũng đã được ghi nhận (Hình 2). Khi thử nghiệm với 6-benzyl amino purine, bốn nồng độ khác nhau (0.1, 0.2 và 0.3) được sử dụng để kiểm tra tác động của chúng đến sự kích thích tạo nhiều chồi cây từ các đỉnh chồi và các đoạn mắt. Kết quả của nghiên cứu này đã được trình bày trong Bảng 2. Tỷ lệ nhân chồi cao nhất (73%) được nhận thấy trên môi trường Murinige và Skoog + 0.2mg/L 6-benzyl amino purine, thu được tối đa 12 chồi cây trên mẫu cấy trong 10-15 ngày. Chồi cây dài nhất được ghi nhận là 4cm. 
 

Tỷ lệ nhân chồi cây thấp nhất là 56% và chiều dài của chồi thu được là 3cm trong môi trường Murashige và Skoog + 0.1mg/L 6-benzyl amino purine sau 15-20 ngày.
 

Bảng 2: Ảnh hưởng của nồng độ cytokinetinin (6-benzyl amino purine) đến sự tái sinh nhiều chồi cây từ các đỉnh chồi và đoạn mắt.

 

Hormone được bổ sung trong môi trường MS (mg/l)	Số lượng mẫu đã cấy	% đáp ứng của mẫu	Số ngày hình thành chồi cây	Số chồi cây mỗi mẫu	Chiều dài của chồi cây cao nhất (cm) (Trung bình±Sai số chuẩn)
BAP
0. 1	20	56	15-20	9	3±0.29
0.2	20	73	10-15	12	4±0.58
0.3	20	65	12-18	10	3.5±0.29
MS 0	20	95	9-14	17	5.0±0.58

 

Các nồng độ gibberellic acid khác nhau (0.1, 0.2 và 0.3mg/L) được thử nghiệm để xác định tác động của chúng đến việc nhân nhiều chồi cây từ các đỉnh chồi và các đoạn mắt. Kết quả được trình bày trong Bảng 3. Phần trăm đáp ứng nhân chồi cây cao nhất (82%) được ghi nhận trong môi trường Murashige và Skoog + 0.1 mg/L gibberellic acid. Ở nồng độ này, thu được số lượng chồi cây tối đa từ mẫu là 15 chồi sau 9-12 ngày nuôi cấy. Chồi cây dài nhất được ghi nhận là 4.5 cm.
 

Việc cảm ứng tạo chồi cây giảm dần được quan sát thấy khi nồng độ gibberellic acid tăng lên trên 0.1mg/L. Tỷ lệ nhân chồi thấp nhất là 63% và chiều dài chồi là 3cm thu được sau 10-15 ngày khi sử dụng môi trường Murashige và Skoog bổ sung gibberellic acid ở nồng độ 0.3mg/L.
 

Môi trường Murashige và Skoog không bổ sung hormone cũng được sử dụng để thử nghiệm tác động đến quá trình cảm ứng nhân chồi từ các đỉnh chồi và đoạn mắt. Kết quả cũng được thể hiện trong Bảng 3. Mười mẫu được cấy vào môi trường Murashige và Skoog không hormone, sau 7-10 ngày có 95% mẫu đáp ứng và số lượng chồi cây mỗi mẫu cấy là 17. Chồi cao nhất đạt 5cm. Dữ liệu phân tích đã cho thấy tỷ lệ tái sinh chồi cây trong môi trường Murashige và Skoog không có chất điều hòa tăng trưởng cao hơn so với môi trường có bổ sung 6-benzyl amino purine và gibberellic acid. Việc nhân chồi cây và rễ trong môi trường không bổ sung hormone cũng cho hiệu quả tốt nhất (Hình 3)
 

Bảng 3. Ảnh hưởng của nồng độ gibberellic acid khác nhau đối với sự tái sinh nhiều chồi từ các đỉnh chồi và đoạn mắt
 

Hormone được bổ sung trong môi trường MS (mg/L)	Số mẫu cấy	% mãu đáp ứng	Số ngày hình thành chồi cây	Số chồi cây mỗi mẫu	Chiều dài của chồi cây cao nhất (cm) (M±S.E.)
GA3
0.1	20	82	9-12	15	4.5±0.29
0.2	20	75	9-14	13	4±0.14
0.3	20	63	10-15	10	3±0.43
MS 0	20	95	7-10	17	5±0.58
M = Trung Bình; S.E. = Sai số chuẩn

 

 

Các vi chồi được cấy vào môi trường MS và ½ MS (MS: Murashige và Skoog) được bổ sung các chất điều hòa tăng trưởng. Trong thử nghiệm này, indol-3-acetic acid và kinetin được sử dụng kết hợp, các chồi cây được cắt từ mẫu nuôi cấy in vitro và cấy chuyền vào cả hai môi trường MS và ½MS có bổ sung indol-3-acetic acid và kinetin với các nồng độ khác nhau (0.5, 1, 1.5 và 2mg/L). Trong cảm ứng tạo rễ cho các chồi cây đã tái sinh in vitro, môi trường ½MS hình thành nên các rễ dài hơn nhiều so với môi trường MS. Tuy nhiên, trong môi trường MS, hầu hết các mẫu đều tạo được bộ rễ khỏe mạnh với một ít mô sẹo hình thành ở phần gốc. Tỷ lệ phần trăm cảm ứng tạo rễ thấp nhất là 40% được ghi nhận trong môi trường Murashige và Skoog bổ sung 1.5mg/L (indol-3-acetic acid + kinetin) với số lượng rễ trung bình (4.25) và chiều dài rễ trung bình (1.5cm) quan sát được cũng là thấp nhất. Tỷ lệ ra rễ cao nhất (96%) được tìm thấy trong môi trường MS0 với số rễ trung bình là 6.25 và chiều dài rễ trung bình là 2.5cm. Nồng độ hormone cao hơn cho thấy những tác động tiêu cực đến việc cảm ứng ra rễ.
 

Các cây được nhân giống in vitro chưa sẵn sàng để chuyền vào trồng trong môi trường đất tự nhiên. Giai đoạn thích nghi thường được sử dụng, trong đó cây được chuyển từ điều kiện in vitro sang điều kiện ẩm của nhà kính và độ ẩm được giảm dần trong 3-4 tuần sau đó để giống với môi trường đất trồng tự nhiên. Trong nghiên cứu hiện tại, các nỗ lực khác nhau đã được thực hiện để thiết lập cây con và đã thu được tỷ lệ cây con sống rất cao (85%) trong điều kiện môi trường đất. Khi các cây con tái sinh hình thành được bộ rễ phát triển tốt trong môi trường Murashige và Skoog, chúng được chuyển vào đất. Trước khi chuyển, những cây con riêng lẻ đã ra rễ đầy đủ được đưa ra khỏi ống nghiệm và bộ rễ của chúng được làm sạch agar dưới dòng nước cất vô trùng chảy liên tục, việc này được thực hiện một cách cẩn thận để không làm hỏng bộ rễ. Cây con sau đó đã sẵn sàng để chuyển. Các cây con đã ra rễ in vitro được trồng ban đầu trong các khay nhựa đặc biệt và sau đó chuyển vào trong các chậu nhỏ chứa đất vườn, phân ủ và cát với tỷ lệ 2:2:1 hoặc hỗn hợp cát, đất và phân chuồng vô trùng (tỷ lệ 1:1:1). Mỗi chậu được bao kín bằng một túi polythene sau khi tưới nước và đặt trong tủ tăng trường thực vật. Các túi này được mở dần hàng tuần. Sau ba tuần thích nghi với điều kiện trong nhà, cây con đã được chuyển sang các chậu lớn để tăng trưởng hơn nữa. Sau đó, chúng tiếp tục được chuyển ra trồng trên các đồng ruộng. Không có sự biến đổi hình thái nào được nhận thấy trên những cây này khi so sánh với những cây có nguồn gốc từ đồng ruộng.
 

Bảng 4. Ảnh hưởng của các nồng độ auxin khác nhau (indol-3-acetic acid và α-napthalene acetic acid) trong môi trường Murashige và Skoog trong việc cảm ứng ra rễ từ các chồi cây tái sinh.

Hormone bổ sung cho ra rễ (mg/L) Số lượng chồi cây cấy chuyền Chồi cây có nguồn gốc từ các mẫu của cây trưởng thành

Hormone bổ sung cho ra rễ (mg/L)	Số lượng chồi cây cấy chuyền	Chồi cây có nguồn gốc từ các mẫu của cây trưởng thành
		% ra rễ	Số ngày để rễ bắt đầu hình thành	Só lượng rễ trung bình	Chiều dài rễ trung bình (cm)
IAA+NAA
0.5+0.5	20	50	15-20	6.00	1.75
1.0+1.0	20	65	12-15	7.25	2.00
1.5+1.5	20	40	14-18	4.25	1.50
2.0+2.0	20	72	10-12	8.00	2.25
MS 0	20	96	7-10	6.25	2.50

Hình 3. Nhân nhiều chồi cây và rễ từ mẫu cấy

Nghiên cứu này đã được tiến hành nhằm xây dựng một quy trình tái sản xuất để nhân giống nhanh cây khoai tây. Kĩ thuật in vitro cung cấp một phương pháp thay thế khả thi cho việc sản xuất hàng loạt cây khỏe mạnh với đặc tính đồng nhất (Lim và Kong, 1985). Kỹ thuật này đang dần trở nên phổ biến như một giải pháp thay thế để nhân giống vô tính các cây trồng thương mại quan trọng. Với sự trợ giúp của nuôi cấy mô, có thể nhân giống một số lượng lớn các cây con từ những mẫu đơn trong khoảng thời gian ngắn hơn (Bajaj và cộng sự, 1981). Đã có nhiều báo cáo về việc sử dụng HgCl2 để khử trùng bề mặt mẫu có nguồn gốc từ các cây trồng trên đồng ruộng (Boxus, 1974). Trong một công trình nghiên cứu khác, Druart và Gruselle (1986) đã mô tả rằng nồng độ chất khử trùng và thời gian khử trùng được điều chỉnh phụ thuộc vào độ nhạy của mẫu đối với tác nhân đó.
 

Trong nghiên cứu này, các nguyên liệu thực vật từ cây trồng ngoài đồng ruộng được sử dụng để thiết lập mẫu nuôi cấy ban đầu. Các thảo luận dưới đây nhằm nỗ lực để chứng minh cho các kết quả thu được trong cuộc điều tra hiện tại.
 

Đối với các thí nghiệm in vitro, khử trùng bề mặt là việc cần thiết để làm sạch vi sinh vật khỏi mẫu cấy. Để khử trùng bề mặt mẫu, các nhà nghiên cứu đã sử dụng nhiều loại tác nhân khử trùng với nồng độ khác nhau. Việc xử lý có thể bao gồm dung dịch sodium hypochloride 1%, alcohol 70%, dung dịch HgCl2 0.1%, dung dịch bạc nitrate 1% (Hoque, 2010). Ngoài ra còn có nhiều báo cáo khác về việc sử dụng HgCl2 (Bhowani và Razdan, 1983) để khử trùng bề mặt mẫu. HgCl2 (0.1%) được sử dụng trong ba phút cho các loại cây trồng khác nhau (Shirin và cộng sự., 2007).

Kết quả quan sát cho thấy rằng khoảng 90% mẫu sạch nhiễm và mô không bị tổn thương khi được xử lý bằng dung dịch HgCl2 0.1% trong 2 phút, kết quả này được xem là hiệu quả nhất và phù hợp để tiến hành nhân chồi cây.

Trong nghiên cứu gần đây, đỉnh chồi và đoạn mắt của mẫu được lấy từ các phần non, mới hình thành của cây để thực hiện nhân chồi. Các mẫu này đáp ứng rất cao trong môi trường Murashige và Skoog không bổ sung hormone. Khi sử dụng 6-benzyl amino purine, tỷ lệ phần trăm mẫu nuôi cấy đáp ứng cao nhất (73) được ghi nhận trong môi trường có chứa nồng độ 0.2 mg/L và số lượng chồi cây tối đa chồi trên mẫu nuôi cấy là 15 trong 9-12 ngày.

Sự phát triển chồi cây cũng như việc ra rễ của các chồi cây đã tái sinh thì đặc biệt quan trọng cho quá trình thiết lập các chồi cây có nguồn gốc nuôi cấy mô. Mặc dù trong hầu hết các trường hợp, các chồi cây đã tái sinh tạo rễ một cách tự nhiên. Phần trăm ra rễ cao nhất là 96% ghi nhận được trong môi trường Murashige và Skoog với số rễ trung bình là 10.45 và chiều dài rễ trung bình là 2.5cm. Tỷ lệ thấp nhất (40%) được tìm thấy trong môi trường Murashige và Skoog có bổ sung 1.5mg/L indol-3-acetic acid + kinetin với số rễ trung bình là 4.25 và chiều dài rễ trung bình là 1.5cm. Sự phát sinh rễ trong môi trường tạo chồi cây không phổ biến và sự phát sinh chồi cây lại thường diễn ra trên môi trường tái sinh (Struik và Wiersema, 1999). Các chồi cây này đã ra rễ trên môi trường ¼ Murashige và Skoog có bổ sung indol-3-butaric acid hoặc α-napthalene acetic acid. Việc sử dụng nồng độ muối Murashige và Skoog thấp trong môi trường để tạo rễ in vitro cho các chồi cây là một kinh nghiệm rất phổ biến (Hossain và Hồi giáo, 2013).

Với kết quả trên có thể kết luận được rằng, đối với cây khoai tây, ngay cả những mẫu vật liệu có thích thước nhỏ vẫn có khả năng tạo ra số lượng lớn các cây con trong một khoảng thời gian ngắn. Phương pháp này cũng đáng tin cậy và kinh tế để duy trì các cây trồng sạch mầm bệnh trong giai đoạn có thể cho phép nhân giống nhanh, tạo thuận lợi cho việc trao đổi nguồn giống (germplasm) và vận chuyển chúng, cũng có thể sử dụng cho mục đích thương mại trong công nghiệp dược phẩm đặc biệt trong những giai đoạn trái mùa.

Kết quả của nghiên cứu đã chuẩn hóa nồng độ HgCl2 cho việc khử trùng mẫu Solanum tuberosum. Quan trọng hơn, nghiên cứu này cũng cung cấp một kết quả phù hợp trong việc lựa chọn các chất điều hòa tăng trưởng để tái sinh nhiều chồi cây, kéo dài chồi và cảm ứng tạo rễ nhằm mục đích sản xuất cây con đồng nhất về mặt di truyền. Kỹ thuật này đang trở nên phổ biến như một giải pháp thay thế cho nhân giống thực vật vô tính những cây trồng thương mại quan trọng như khoai tây. Kỹ thuật nhân giống in vitro có một số ưu điểm so với phương pháp thông thường và có thể được sử dụng rộng rãi cho vi nhân giống thương mại.
 

 

Không có tuyên bố xung đột

Lời cám ơn 
 

Tác giả rất biết ơn Bộ môn Kỹ thuật di truyền và Công nghệ Sinh học, Đại học Khoa học và Công nghệ Jessore.
 

Bajaj YPS, 1981. Regeneration of plants from potato meristems freeze preserved for 24 months. Euphytica, 30(1): 141-145.

Bhojwani SS, 1990. Plant tissue culture: Applications and limitations. Elsevier Sci. Publ. AMurashige and Skoog terdam, the Netherlands. pp. 461.

Boxus P, 1974. The production of strawberry plants by in vitro micro propagation. J. Hort. Sci. 49:209-210.

Cearley JA and MG Bolyard, 1997. Regeneration of Solanum tuberosum cv. Katahdin from leaf explants in vitro. Am. Potato J., 74: 125-129.

Druat P and R Grusella, 1986. In: Y.P.S. Bajaj (ed.). Biotechnology in agriculture and foresty, Vol. I. Springer; Berlin. Fruit trees, I: plum (Prunus domestica). pp. 130-154.

Hossain MM and MR Islam, 2013. Seed potato production technology for small-scale low input framers in Bangladesh. In: Peter K.V. and P. Hazra (eds). Handbook of Vegetables. Stadium Press, Houston, Taxas, USA.

Hoque ME, 2010. In vitro regeneration potentiality of Potato under Different Hormonal Combination

Department of Biotechnology. Agril. Sci., 6 (6): 660-663.

Lim-Ho CL and LS Kong, 1985. Micropropagation of lagerstroemia speciosa (L) pers. (Lythraceae). Garden bulletin, Botanic Garden, Singapore. 38(2):175-184. 

Murashige T and F Skoog, 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue

cultures. Physiologia Plantarum, 15: 473-497.

Shirin F, M Hossain, MF Kabir, M Roy and SR Sarker, 2007. Callus induction and plant regeneration from internodal and leaf explants of four potato cultivar. World J. Agril. Sci., 3(1): 01-06.

Struik PC and SG Wiersema. 1999. Seed potato technology. Wageningen Pers, Wageningen. The Netherlands. 

Trujillo C, ER Arengo, S Jaramillo, R Hoyos, S Orduz and R Arango, 2001. One step transformation of two andean potato cultivars (Solanum tuberosumL. subsp. Andigena). Pl. Cell Rep., 20: 639-641.

Phương Anh
SBC Scientific