Nuôi cấy phôi được phát triển trong môi trường ½ MS (half strength) để tối ưu hóa điều kiện nuôi cấy chồi nách. 15% Clorox® trong 20 phút rất hiệu quả trong việc giảm thiểu các chất tạp nhiễm gây bệnh (100% không tạp nhiễm) cho phôi cũng như giảm tối thiểu sự hóa nâu. Trục phôi với ½ lá mầm được sử dụng như là các mẫu cấy cho quy trình in vitro và được cấy vào  môi trường ½ MS cơ bản bổ sung với 1.5 mg/L BAP + 0.2 mg/L IAA để bắt đầu quá trình nảy mầm in vitro, đạt tỷ lệ nuôi cấy tối đa (90%). 1 g/L than hoạt tính có hiệu quả trong sự thiết lập nuôi cấy in vitro, ghi nhận sự hóa nâu tối thiểu (34.9 giá trị xếp hạng trung bình trên mẫu không bị hóa nâu), tăng cường sự kéo dài của thân (19.5 mm chiều cao) và hình thành lá (2.06 lá/cây con) sau 14 ngày nuôi cấy. Xử lý kết hợp 0.1mg/L NAA + 4.0 mg/L BAP + 1.0g/L than hoạt tính với môi trường MS cơ bản (full strength) có hiệu quả cho việc kéo dài rễ bất định từ các đoạn thân in vitro và đạt được chiều dài rễ cao nhất (6.7cm) sau 6 tuần nuôi cấy. Xơ dừa là môi trường tốt nhất để thích nghi khí hậu, đạt tỷ lệ sống sót tối đa (90%). Do đó, các phát hiện của nghiên cứu này có thể được sử dụng như là một quy trình cho việc nhân giống in vitro của Quế (Cinnamomum verum Presl.) từ cá chồi nách in vitro.
 

 

Quế (Cinnamomum verum Presl.) thuộc họ Lauraceae (Nguyệt quế), được biết đến như Quế “Thực thụ” hoặc Quế Tứ Xuyên, là một cây trồng bản địa quan trọng về mặt kinh tế đến Sri Lanka. Sri Lanka là nước sản xuất Quế lớn nhất trên thế giới và chiếm 65-70% sản lượng toàn cầu. Việc trồng Quế ở Sri Lanka đang phải đối mặt với một số khó khăn như thiếu giống cải tiến, thiếu kỹ thuật nhân giống phù hợp ... Do đó, để khắc phục những vấn đề này, cần xây dựng một kỹ thuật nhân giống phù hợp để duy trì chất lượng của vật liệu trồng.
 

Quá trình nhân giống truyền thống thông qua hạt có một số khó khăn và các vấn đề như hạt giống theo mùa vụ, khó nảy mầm [1] và không đồng đều [2] ... Trên tất cả, việc trồng Quế không đồng nhất sẽ không được thiết lập với cây con của hạt thụ phấn [3], [4]. Hơn nữa, vì các phương pháp nhân giống thực vật khác cũng không thành công lắm [1]. Vì vậy, việc nhân giống in vitro sẽ là giải pháp tốt cho việc sản xuất với quy mô lớn các cây con cung cấp cho các đồn điền quy mô lớn.
 

Việc tăng cường rễ thông qua lớp không khí được cho là dễ dàng so với việc cắt cành [5], nhưng phương pháp này đã không được khuyến cáo cho việc nhân rộng các vật liệu đã chọn vào sản xuất theo quy mô lớn do tỉ lệ nhân rộng bị giới hạn [6]. Ở giai đoạn này, các phương pháp bảo tồn dòng nhân bản và quỹ gene sẽ được yêu cầu [7]. Sự thành công của quá trình nhân giống in vitro cho Quế chưa được báo cáo. Do đó, nghiên cứu hiện nay đã được tiến hành để phát triển một quy trình vi nhân giống in vitro cho Quế thông qua chồi nách in vitro.

Nghiên cứu được thực hiện dưới hai hướng chính: nhân giống in vitro thông qua các phôi và chồi nách tăng trưởng in vitro.
 

A. Thử nghiệm 1: Thiết lập nuôi cấy phôi in vitro
 

Nghiên cứu được bắt đầu thông qua các phôi được cắt tỉa từ những quả tươi trưởng thành. Các quả trưởng thành đồng đều 6 tháng tuổi được thu thập từ một cây mẹ đã được lựa chọn ở khoa nông trại, Đại học Ruhuna, Sri Lanka để sử dụng cho việc tạo ra các mẫu cấy gốc cho nuôi cấy phôi. Mô hình thực nghiệm sử dụng cho dữ liệu tham số là “Thiết kế hoàn toàn ngẫu nhiên” (CRD_Completely Randomized Design) và hai hệ số giai thừa trong CRD (CRD-Factorial). Dữ liệu được phân tích bằng cách sử dụng phần mềm 'Hệ thống Phân tích Thống kê' (SAS_ Statistical Analysis System) thông qua phương pháp 'Phân tích phương sai' (ANOVA). Dữ liệu phi tham số (dữ liệu được xếp hạng hoặc đếm) được phân tích bằng kiểm định phi tham số (Kruskal Wallis) hoặc kiểm định chi bình phương (Chi-square).
 

Hạt giống đã loại bỏ vỏ ngoài được rửa sạch bằng Teepol® và nước máy. Sau đó họ đã được khuấy từ từ với dung dịch Clorox® với các nồng độ khác nhau (15, 20 và 25%) và trong các thời gian phơi nhiễm khác nhau (10, 15 và 20 phút) và được nhân bản 10 lần cho mỗi nghiệm thức. Sau đó, các hạt được xử lý được cắt thành trục phôi với một nửa lá mầm và được cấy vào môi trường ½ MS cơ bản bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2mg/L IAA để bắt đầu quá trình nảy mầm in vitro. Tất cả các mẫu nuôi cấy được đưa vào điều kiện bóng tối hoàn toàn trong ba ngày đầu tiên và sau đó chuyển sang chu kỳ sáng trong 16 giờ với cường độ 1220 lux bằng cách sử dụng đèn huỳnh quang. Sau 2 và 7 ngày nuôi cấy, giá trị xếp hạng trung bình của hiện tượng hóa nâu ở cây con và tỷ lệ phần trăm mẫu không tạp nhiễm được ghi nhận. Tiêu chuẩn cho điểm theo ngoại quan (cường độ hóa nâu) của các mẫu cấy tăng dần sắc tố nâu sẽ có càng nhiều điểm cộng (Không có hóa nâu - 1, + 3, ++ 5, +++ 7, ++++ 9 ).
 

Sự hiện diện của sự tạp nhiễm được coi là có hoặc không. Các dữ liệu xếp hạng (hóa nâu) dưới các điểm phi tham số được phân tích bằng kiểm định phi tham số (Kruskal Wallis), trong khi dữ liệu đếm được (sự tạp nhiễm) được phân tích bằng kiểm định chi bình phương (Chi-square) dưới kỹ thuật phân tích dữ liệu định tính.
 

B. Thí nghiệm 2: Ảnh hưởng của các phương pháp xử lý khác nhau đối với các thông số tăng trưởng của các chồi in vitro
 

Các chồi được tách ra từ các cây nảy mầm in vitro được nuôi cấy vào môi trường ½ MS cơ bản bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2mg/L IAA và thử nghiệm các chất chống oxy hóa khác nhau: 1g/L Polyvinylpyrolidone (PVP), 1g/L than hoạt tính (AC), 1g/L Ascorbic Acid (AA), 1g/L Citric Acid (CA) và kiểm soát (không có chất chống oxy hoá). Vì AA và CA chịu được nhiệt nhiệt, chúng được lọc khử trùng và thêm vào môi trường nuôi cấy đã được hấp tiệt trùng. Sự xuất hiện của hiện tượng hóa nâu, số lượng chồi trên mỗi cây con, chiều cao của thân chính và số lượng lá trên mỗi cây con được lấy làm các thông số tăng trưởng. Mỗi phép xử lý được nhân bản 10 lần. Thiết kế hoàn toàn ngẫu nhiên được sử dụng để phân tích dữ liệu ngoại trừ các dữ liệu không hóa nâu. Dữ liệu đã được chuyển đổi sang dạng căn bậc hai để phân tích. Các dữ liệu xếp hạng dưới các điểm phi tham số được phân tích bằng kiểm định phi tham số (Kruskal Wallis).
 

C. Thí nghiệm 3: Sự kích thích hình thành rễ bất định/sự kéo dài của các chồi non in vitro
 

Trục phôi với một nửa lá mầm đã được khử trùng bề mặt được sử dụng để nuôi cấy hình thành cây con in vitro vào môi trường ½ MS không chứa hoocmon. Sau hai tháng thiết lập, phần rễ cơ bản của cây con in vitro đã được cắt ra và cắt các đoạn thân dài khoảng 3cm để thực hiện kích thích hình thành rễ bất đ5inh. Sau đó, chúng được nuôi cấy trong môi trường MS cơ bản kết hợp với 1.0g/L than hoạt tính và 16 sự kết hợp khác nhau về nồng độ của NAA (0.1, 0.2, 0.3 và 0.4mg/L) và BAP (1, 2, 3 và 4mg/L).
 

Các mẫu nuôi cấy được giữ ở nhiệt độ 23 2°C trong 16 giờ ở chu kỳ sáng (1220 lux) và không tiến hành nuôi cấy thứ cấp. Mỗi nghiệm thức được nhân bản 20 lần. Chiều dài rễ được ghi nhận ở 4, 6 và 8 tuần nuôi cấy. Hai hệ số giai thừa trong thiết kế hoàn toàn ngẫu nhiên (CRD-Factorial) đã được sử dụng để phân tích dữ liệu.
 

D. Thí nghiệm 4: Quá trình làm quen với khí hậu của cây Quế
 

Những chồi non in vitro ra rễ thành công đã được đưa vào ba môi trường trồng chậu khác nhau (xơ dừa hoàn toàn, xơ dừa : cát (1 : 1) và đất mặt hoàn toàn) để làm quen với khí hậu. Chậu nhựa trong suốt có chứa các môi trường tiệt trùng được phủ bằng chậu rỗng tương tự để duy trì độ ẩm > 80% trong ít nhất 2 tuần và sau đó dần dần thích nghi với điều kiện đồng ruộng. Mỗi nghiệm thức được nhân bản 10 lần. Sau 6 tuần, tỷ lệ sống sót được ghi nhận.

 

III. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

 

A. Thử nghiệm 1: Thiết lập nuôi cấy phôi in vitro
 

Không có sự khác biệt đáng kể giữa các phép xử lý sau 2 ngày nuôi cấy (Hình 1). Trong 7 ngày nuôi cấy, đã xuất hiện sự khác biệt đáng kể. Trong đó, giá trị xếp hạng trung bình thấp nhất/mức độ hóa nâu tối thiểu (23.5) được quan sát ở 15% Clorox® trong 10 phút và 15 phút phơi nhiễm, trong khi giá trị xếp hạng trung bình cao nhất/mức độ hóa nâu tối đa (69.9) đạt được trong 20 phút phơi nhiễm với Clorox® 20% và 25% (hình 1).

 

 

Hình 1. Ảnh hưởng của các nồng độ (15, 20, 25%) và thời gian phơi nhiễm (10, 15, 20 phút) khác nhau của chất khử trùng bề mặt (Clorox®) lên sự hóa nâu của các phôi riêng biệt sau 2 và 7 ngày nuôi cấy trong môi trường ½ MS cơ bản bổ sung 1.5 mg/L BAP + 0.2 mg/L IAA.
 

Giá trị trên cột biểu diễn cùng một chữ cái có nghĩa là không có sự khác biệt đáng kể ở mức xác suất 5%.

 

 

Plate 1. Sự hóa nâu của phôi riêng biệt sau 7 ngày nuôi cấy trong môi trường ½ MS bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2mg/L IAA
 

Nó cho thấy rằng [8] mức độ hóa nâu tăng lên khi tăng nồng độ chất bề mặt khử trùng và thời gian phơi nhiễm. Kết quả của thí nghiệm này cũng cho thấy hành vi tương tự. Mức độ hóa nâu của các mẫu cấy cây Quế đã tăng lên với việc tăng nồng độ chất khử trùng bề mặt và thời gian phơi nhiễm (Hình 2).

 

Hình 2. Sự thay đổi mức độ hóa nâu của phôi riêng biệt đối với nồng độ Clorox® và thời gian phơi nhiễm sau 7 ngày nuôi cấy trong môi trường ½ MS cơ bản bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2mg/L IAA

 

Theo hình 3, tất cả các phương pháp xử lý, trừ  15% Clorox® với thời gian phơi nhiễm 10 phút và 15 phút, đã cho tỷ lệ mẫu không bị tạp nhiễm tối đa (100%). Chỉ có hai phương pháp 15% Clorox® với thời gian phơi nhiễm 10 phút và 15 phút cho tỷ lệ mẫu không bị tạp nhiễm thấp hơn (80%) hay nói cách khác là 20% mẫu bị nhiễm khuẩn và nấm. Có thể là do việc sử dụng chất tẩy rửa bề mặt ở nồng độ nhẹ và thời gian phơi nhiễm ngắn. Những nồng độ và thời gian phơi nhiễm này có thể là chưa tối ưu để khử trùng vật liệu.
 

Khi xem xét hiện tượng hóa nâu và tạp nhiễm của các mẫu cấy, với 15% Clorox® trong thời gian phơi nhiễm 20 phút là biện pháp hứa hẹn nhất để khử trùng phôi bào tử của cây Quế. Nó có giá trị xếp hạng trung bình hợp lý (33.1) của hiện tượng hóa nâu sau 7 ngày nuôi cấy mà không bị tạp nhiễm. Do đó, nên sử dụng Clorox® 15% với thời gian phơi nhiễm 20 phút để giảm thiểu mức độ hóa nâu của mô và đạt được 100% môi trường nuôi cấy vô trùng đảm bảo việc thiệt lập quy trình nuôi cấy phôi cây Quế in vitro sau này.

 

Hình 3. Ảnh hưởng của các mức nồng độ Clorox® và thời gian phơi nhiễm khác nhau đối với các phôi riêng biệt không bị ô nhiễm sau 7 ngày nuôi cấy ở môi trường ½ MS cơ bản  bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2 mg/L IAA.

Giá trị trên cột biểu diễn cùng một chữ cái có nghĩa là không có sự khác biệt đáng kể ở mức xác suất 5%.

 

 

Plate 2. Các phôi riêng biệt bị nhiễm vi khuẩn sau 7 ngày nuôi cấy môi trường ½ MS cơ bản  bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2 mg/L IAA.

 

 

 

Plate 3. Cây quế in vitro phát triển được nuôi cấy từ phôi riêng biệt trong môi trường ½ MS cơ bản  bổ sung 1.5mg/L BAP + 0.2 mg/L IAA.
 

Tương tự, báo cáo [9] cho thấy loại chất tẩy thông dụng nhất được sử dụng để khử trùng các mẫu cấy loài thân gỗ với nồng độ khác nhau (chất tẩy rửa trong nhà thuần túy là 5% natri hypochlorite), được sử dụng đơn lẻ hoặc kết hợp với các chất khử trùng khác. Hơn nữa, người ta đã đề cập đến nồng độ các dung dịch chất tẩy thường dùng nhất là các nồng độ 5%, 10% và 20%. [10] Có thể dùng 2% sodium hypochlorite (30 phút) để khử trùng bề mặt hạt điều sử dụng cho nuôi cấy phôi in vitro, mặt khác việc sử dụng chất tẩy gia dụng ở nồng độ cao (30 - 50%) trong 10-30 phút, có lợi cho việc khử trùng bề mặt hạt điều, và kết quả là 66% các mẫu nuôi cấy không bị nhiễm bẩn [11]. Điều này chứng tỏ rằng Quế cũng phản ứng tương tự như các cây gỗ khác trong việc khử trùng bề mặt phôi bằng Clorox.

B. Thí nghiệm 2: Ảnh hưởng của các phương pháp điều trị khác nhau đối với các thông số tăng trưởng của các chồi in vitro
 

Trục phôi với ½ lá mầm được sử dụng làm mẫu cấy in vitro và cấy vào môi trường ½ MS cơ bản  đã được hấp tiệt trùng bổ sung với 1.5 mg/L BAP + 0.2mg/L IAA để bắt đầu quá trình nảy mầm in vitro, sự khởi đầu nuôi cấy đạt tối đa (90%). 1g/L than hoạt hóa có hiệu quả để thiết lập nuôi cấy in vitro, ghi nhận mức độ hóa nâu tối thiểu (34.9 giá trị xếp hạng trung bình trên mẫu không bị hóa nâu), tăng cường sự kéo dài thân (19.5mm chiều cao) và hình thành lá (2.6 lá/cây con) sau khi 14 ngày nuôi cấy.
 

C. Thí nghiệm 3: Sự kích thích hình thành rễ bất định/sự kéo dài rễ của các chồi non in vitro
 

Kết quả cho thấy (ảnh 4) ảnh hưởng của một mình BAP lên sự kéo dài rễ của chồi non in vitro không có ý nghĩa (P> 0.05). Tuy nhiên, sự kết hợp của nồng độ BAP cao nhất (4mg/L) với nồng độ NAA thấp nhất là 0.1mg/L ở môi trường cho kết quả là chiều dài rễ dài nhất. Người ta đã đề cập rằng BAP, cytokinin được sử dụng phổ biến nhất, gây ức chế sự hình thành rễ và do đó bị bỏ ra khỏi môi trường hình thành rễ [12]. Tuy nhiên, trong thí nghiệm này, lý do hiệu quả của nồng độ BAP cao nhất đối với sự kéo dài của rễ có thể không được xem như là một ảnh hưởng chính mà là một ảnh hưởng của sự kết hợp với NAA cùng với 1.0g/L than hoạt tính trong môi trường nuôi cấy.

Tương tự, nồng độ auxin thấp trong môi trường nuôi cấy cải thiện sự hình thành rễ ở các loài Betula [13]. Tương tự như vậy, người ta đã báo cáo rằng, sự hình thành rễ của các mẫu cấy đốt thân và chồi đỉnh của cây điều đã được quan sát thấy trong môi trường MS cơ bản chứa 0.3% than hoạt tính và NAA. Hơn nữa, họ đã đề cập rằng sự nuôi cấy trong môi trường ra rễ thường có lợi khi bổ sung thêm than hoạt tính, có vẻ như là giúp loại bỏ cytokinin còn sót lại trong môi trường. Hơn nữa, màu tối của than trong khu vực hình thành rễ cũng có thể là một yếu tố có lợi. Tương tự như vậy, báo cáo cho thấy, sự hình thành rễ của các đoạn đốt thân của cây điều có hiệu quả trong môi trường MS chứa NAA 2.0mg/L + 2.0mg/L IBA + 1g/L than hoạt tính [15].

 

Hình 4. Ảnh hưởng kết hợp của NAA và BAP đối với sự kéo dài rễ bất định của các chồi in vitro sau 8 tuần nuôi cấy ở môi trường MS cơ bản kết hợp với 1.0g/L than hoạt tính.

 

Sự hình thành và kéo dài của rễ đã được Torres xem xét năm 1988. Theo ông, sự hình thành của rễ chỉ có thể có khi có sự hiện diện của auxin. Các auxins thêm vào môi trường để hình thành rễ là NAA (0.05-1.0mg/L), IAA (0.1-10.0mg/L) và IBA (0.5-3.0mg/L) hoặc sự kết hợp của các chất này.

Hơn nữa, theo ông, việc kết hợp than hoạt tính vào môi trường cũng có lợi cho việc hình thành rễ [16]. Cũng lưu ý rằng auxins chỉ được yêu cầu trong giai đoạn ban đầu của sự hình thành rễ bất định và sau đó chúng trở thành chất ức chế và ngăn chặn sự phát triển ra các cơ quan mới hình thành [16].

 

 

 

Plate 4. Chồi non in vitro tự kéo dài rễ (01) và chồi non đã ra rễ chuẩn bị thu thập dữ liệu (02)s

 

D. Thí nghiệm 4: Quá trình làm quen với khí hậu của cây Quế
 

Quá trình làm quen với khí hậu là giai đoạn cuối cùng quan trọng nhất của công nghệ nuôi cấy mô đưa đến sự thành công cuối cùng. Các nhà nghiên cứu [17] cũng báo cáo rằng việc thiết lập các mô hình nuôi cấy mô thực vật đặc biệt là cây thân gỗ lâu năm là rất khó khăn. Hơn nữa, các nhà nghiên cứu [18] đã đề cập rằng việc chuyển các loài cây thân gỗ in vitro từ ống nghiệm sang đất, đòi hỏi phải theo dõi cẩn thận về độ ẩm và kiểm soát mầm bệnh ở cây con và là một quá trình rất khó khăn. Do đó, thí nghiệm này được tiến hành để xác định ảnh hưởng của các môi trường trồng chậu khác nhau lên tỷ lệ sống sót và quá trình làm quen khí hậu của các cây quế con tái sinh.

Hình 5. Tỷ lệ sống sót của các cây con in vitro đã ra rễ trong các môi trường trồng chậu khác nhau sau 6 tuần thích nghi làm quen khí hậu

 

Khi xem xét các môi trường chậu khác nhau được sử dụng cho quá trình thích nghi với khí hậu của các cây con đã ra rễ, môi trường chỉ có xơ dừa có tỷ lệ sống sót tối đa (90%) sau 6 tuần chuyển ra vườn (Hình 5). Tất cả các cây con đã ra rễ bị chết sau tuần đầu tiên trong môi trường chỉ có đất mặt. Tuy nhiên, môi trường xơ dừa : cát (1 : 1) cho kết quả tăng trưởng tốt hơn so với môi trường chỉ chứa đất mặt. Vì vậy, xơ dừa là môi trường tốt nhất cho sự thích nghi nhanh chóng của các cây Quế non in vitro đã ra rễ.
 

Plate 5. Các cây quế con được trồng trong môi trường xơ dừa để làm quen khí hậu

 

Mục tiêu chính của nghiên cứu này là phát triển một quy trình thích hợp để vi nhân giống cây Quế, có thể áp dụng cho hầu hết những giống ưu tú. Tuy nhiên, không có nghiên cứu nào được thực hiện/hạn chế trong việc nhân giống in vitro cây Quế ở những nơi khác. Do đó, nuôi cấy phôi đã ban đầu phát triển, nhằm tối ưu hóa điều kiện nuôi cấy chồi nách có thể tạo điều kiện thuận lợi cho vi nhân giống in vitro cây Quế.

Sự hóa nâu quá mức và các chất gây tạp nhiễm hệ thống của các mẫu cấy là những trở ngại lớn nhất đối với sự khởi đầu nuôi cấy cây Quế. Do đó, một cuộc thử nghiệm đã được tiến hành với mục đích khử trùng bề mặt các phôi riêng biệt bằng cách sử dụng Clorox® làm chất tẩy rửa bề mặt. Các nồng độ khác nhau của Clorox® (15%, 20%, 25%) và thời gian phơi nhiễm (10, 15, 20 phút) được thử nghiệm và ở nồng độ 15% Clorox® với thời gian phơi nhiễm 20 phút rất hiệu quả trong việc giảm thiểu chất gây tạp nhiễm và hóa nâu các mô và để thiết lập quá trình nhân giống in vitro.

Các phôi đã được khử trùng bề mặt được cấy vào môi trường ½ MS, nhưng chúng bị rỉ dịch màu nâu và đen, gây ức chế sự phát triển của mô. Vì vậy, các chất chống oxy hoá khác nhau (0.1 g/L Ascorbic Acid, 0.1g/L Citric Acid) và các chất hấp thụ (1.0 g/L than hoạt tính, 1.0g/L Polyvinylpyrrolidone) được đưa vào môi trường nuôi cấy để giảm sự hóa nâu của mẫu cấy. Trong số đó, việc kết hợp 1.0 g/L than hoạt tính giúp cho sự phát triển của phôi cây Quế thuận lợi hơn.
 

Một trở ngại chính trong sự nhân giống in vitro của các loài cây thân gỗ là sự hình thành rễ ban đầu và sự cứng cáp của cây con để chuyển ra vườn thành công [18]. Do đó, các chồi non được lấy từ cây con nảy mầm in vitro và được nuôi cấy trong  môi trường MS cơ bản được kết hợp với than hoạt tính 1.0g/L và các sự kết hợp NAA x BAP khác nhau (0.1, 0.2, 0.3 và 0.4mg/L NAA x 1, 2, 3 và 4mg/L BAP) để kích thích và kéo dài rễ bất định. Các môi trường được bổ sung với 0.1mg/L NAA + 4.0mg/L BAP + 1.0g/L hoạt hóa than đã có lợi cho sự kích thích và sự kéo dài các rễ của những đoạn cắt thân in vitro. Do đó, sự kết hợp của NAA + BAP + than hoạt tính đã được thử nghiệm cho sự kích thích rễ ở chồi nách được thu thập từ môi trường được kiểm soát.
 

Những đoạn cây non ra rễ thành công được xử lý với ba môi trường trồng chậu khác nhau: 100% xơ dừa; xơ dừa : cát (1 : 1), 100% đất mặt và duy trì RH > 80% trong ba tuần trước khi chuyển ra vườn. Môi trường 100% xơ dừa cho tỷ lệ sống sót tối đa. Do đó, những chồi nách đã ra rễ của cây Quế cũng được xử lý với hầu hết các môi trường trồng chậu tương tự để thích nghi với môi trường.
 

Theo kết quả của các thí nghiệm nuôi cấy in vitro phôi của cây quế trong môi trường ½ MS, có thể đưa ra kết luận và kiến nghị sau:
 

• Để khử trùng bề mặt các mẫu cấy bao gồm trục phôi với một nửa lá mầm, 15% Clorox® trong 20 phút rất hiệu quả để giảm thiểu sự tạp nhiễm và ảnh hưởng sự hóa nâu của mô.
 

• Sự hiện diện của than hoạt tính 1.0g/L có hiệu quả trong việc tăng cường sự kéo dài của thân và hình thành lá.
 

• 0.1mg/L NAA + 4.0mg/L BAP + 1.0g/L than hoạt tính trong môi trường MS cơ bản là sự kết hợp hiệu quả nhất cho sự kích thích/và kéo dài rễ bất định của các đoạn cắt thân in vitro của cây Quế.
 

• Môi trường trồng chậu hoàn toàn xơ dừa là tốt nhất cho việc thích nghi với môi trường của những đoạn cắt non đã ra rễ in vitro trong môi trường có kiểm soát.

Các tác giả muốn cảm ơn Trung tâm Chính sách Nghiên cứu Nông nghiệp (CARP), Sri Lanka, đã hỗ trợ tài chính cho nghiên cứu này.

[1]  D. N. Samaraweera, “Propagation of cinnamon,” in Revitalization of Cinnamon Industry in Sri Lanka: Constraints and Remedies, R. Senaratne and G. A. Dayatilake, Eds., Matara, 2000, pp. 38-45.

[2] J. Joseph and S. Wisweshwara, “Floral biology and variation in cinnamon. Genetics, plant breeding and horticulture,” in Proc. 4th Annual Symposium on Plantation Crops, Mysore, 1982, pp. 431- 434.

[3] E. Vadivel, V. Pannuswami, I. Irulappan, and G. Dharmaraj, “Vegetative propagation in cinnamon (Cinnamomum zeylanicum),” South Indian Horticulture, vol. 29, no. 4, pp. 231- 232, 1981.

[4] K. G. G. Wijesinghe and R. Pathirana, “Germplasm screening and varietal development of cinnamon,” in Revitalization of Cinnamon Industry in Sri Lanka: Constraints and Remedies, R. Senaratne  and G. A. Dayathilake, Eds., Matara, 2000, pp. 15-25.

[5] K. R. Hedge, G. S. Sulikeri, and N.  C.  Hulamani,  “Effect  of growth regulator and pre-gridline treatments on rooting of cinnamon (Cinnamomum verum Presl.) air layers,” South Indian Horticulture, vol. 3, no. 6, pp. 329-332, 1989.

[6] G. A. Dayathilake, “Possibilities of cloning cinnamon in-vitro and in-vitro,” in Revitalization of Cinnamon Industry in Sri Lanka: Constraints and Remedies, R. Senaratne and G. A. Dayatilake, Eds., Matara, 2000, pp. 26-35.

[7]   R. Senaratne, “The work shop – An overview,” in Revitalization   of Cinnamon Industry in Sri Lanka: Constraints and Remedies, R. Senaratne and G. A. Dayatilake, Eds., Matara, 2000, pp. 2-7.

[8] S. S. Bhojwani and V. Dhawan, “Acclimatization of tissue culture raised plants for transplantation to the field,” in Application of Biotechnology in Forestry and Horticulture, V. Dhawan,  Ed., New York: Plenum Pree, 1989, pp. 249-256.

[9]    R. M. Skirvin, “Stone fruits,” in Hand Book of Plant Cell Culture,

W. R. Sharp, D. A. Evans, P. V. Ammirato, and Y. Yamada, Eds., New York: Macmikkon Publishing Con., 1984, pp. 349-368.

[10] M. Hedge, M. Kulasekaran, K. G. Shanmugavelu, and S. Jayasankar, “Cashew,” in  Biotechnology of  Horticultural Crops, V. A. Parthasarathy, T. K. Bose, and P. Das, Eds., India: Naya Prokash, 1991, pp. 609-629.

[11] R. M. A. Sardinha, A. M. S. Bessa, J. Blake, D. Guyyer, C. Cassami, and P. Tamba-Bungue, “Cashew,” in Biotechnology of Horticultural Crops, V. A. Parthasarathy, T. K. Bose, and P. Das, Eds., India: Naya Prokash, 1993, pp. 609-629.

[12]  P. J. Davies, “Guava,” in Biotechnology of Horticultural Crops, V.

A. Parthasarathy, T. K. Bose, and P. Das, Eds., India: Naya Prokash, 1985, pp. 277-282.

[13] M. R. Ahuja, Micropropagation of Woody Plants, Dordrecht, Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1993, vol. 41, pp. 236-256.

[14] S. M. S. D. Ramanayake and A. Kovoor, “Cashew and coconut,”  in Proc. Intl. Conf., Dar-es-Salaam, Tanzania, 1997, pp. 17-21.

[15]  S. R. Nair and N. Mohanakumaran, “Cashew,” in Biotechnology  of Horticultural Crops, V. A. Parthasarathy, T. K. Bose, and P. Das, Eds., India: Naya Prokash, 1993, pp. 609-629.

[16] K. C. Torres, Tissue Culture Techniques for Horticultural Crops, New York: Van Nostrand Reienhold, 1988, pp. 87-152.

[17] S. C. Das, T. S. Barman, and R. Singh, “Morphogenesis in clonal propagation of woody plants,” J. Am. Soc. Hort. Sci., vol. 4, pp. 151-174, 1990.

[18] A. Kumar and V. Kumar, Clonal Tissue  Culture  of  Important Fruit Crops, India: International Book Distributing Company, 1998, pp. 106-107.

 

MINH HIẾU
SBC SCIENTIFIC
Hotline: 0945677929
Email: info@sbc-vietnam.com