Chuối là cây thực phẩm quan trọng và là cây ăn trái quan trọng thứ hai. Mặc dù cây có giá trị thương mại quan trọng, hạn chế chính trong sản xuất là tính khả dụng của vật liệu cây trồng đáng tin cậy và an toàn. Vật liệu cây trồng đạt được thông qua các phương pháp thông thường (các cây chuối con - nguyên văn: suckers) không đáp ứng nhu cầu cây đang gia tăng và chúng có chất lượng kém. Nuôi cấy mô là sự tiếp cận có thể giải quyết những vấn đề này. Nhân giống cây trồng cũng đối mặt với các thách thức cần được giải quyết trong cải tiến sản phẩm. Một số vấn đề cản trở thành công của cây trồng bao gồm sự hóa nâu do oxi hóa từ các mô bị thương và số chồi trên một mẫu thấp. Tổng quan này làm nổi bật các thách thức gặp phải trong nuôi cấy mô cây chuối và khám phá các kỹ thuật nhân giống in vitro bằng cách dùng nuôi cấy đỉnh chồi cây chuối như khả năng để vượt qua các vấn đề này.

 

Chuối (Musa accuminata L.) thuộc họ Musaceae. Chuối cung cấp cho hàng triệu người khắp các vùng nhiệt đới và cận nhiệt cùng với các thực phẩm chủ yếu và được cho là một loại trái cây xuất khẩu rộng lớn trên thế giới.
 

Hiện nay chuối được trồng trong 150 quốc gia trên thế giới trên khu vực 4.84 triệu ha, cung cấp 95.6 triệu tấn [1]. Nó chiếm xấp xỉ 44% sản lượng trái cây tươi và là cây ăn trái quan trọng thứ hai, Châu Phi chiếm khoảng 35% sản lượng trên thế giới [2]. Đây là một trong các loại trái cây lâu nhất và ngon nhất được dùng làm thực phẩm bổ sung.Chuối chín có thể ăn trực tiếp, còn bông chuối, thân chuối có thể xào nấu. Lá và thân được cắt và dùng làm thức ăn gia súc. Một số loài chuối có xơ được dùng để làm dây thừng. Đỉnh hoa được nấu như một loại rau ở một số nơi [3]. Cây cũng dùng để làm cảnh trong đám cưới, lễ hội và hội chợ. Nó cũng được dùng như là vật liệu thô trong công nghiệp để chuẩn bị làm bột chuối, chips, nước ép và bia. 
 

Mặc dù ứng dụng quan trọng, sản phẩm của nó vẫn giảm từ những năm 1970. Ở Tây Bắc Tanzania - vùng Kagera, sản phẩm giảm từ 10 tấn xuống 4 tấn trên mỗi ha vì đất giảm màu mỡ và tình trạng khẩn cấp của côn trùng và bệnh cây trồng [4]. Sản lượng thấp khi so với các vùng khác trên thế giới như Ấn Độ nơi sản lượng trung bình đạt 26.7 tấn trên 1 ha.
 

Cây chuối thường được nhân giống bằng nhân giống sinh dưỡng, nghĩa là bằng cách dùng cây chuối con vốn phát triển từ các chồi bên có nguồn gốc từ thân hành với 1 hay nhiều chồi được sử dụng. Phương pháp này có mức nhân giống thấp của các cây chuối con thông qua nhân giống phương tiện nhân giống sinh dưỡng thông thường cho thấy sự thiể hiện nhiều ảnh hưởng tiêu cực bao gồm truyền bệnh, sản phẩm thấp và bảo quản kém của vật liệu dy truyền thực vật ban đầu [5]. Thực hành canh tác không chuyên, dịch sâu hại và bệnh virus ảnh hưởng đến sản lượng và chất lượng cây chuối [6].
 

Vấn đề của các bệnh đang nổi lên có thể được giải quyết bằng cách nhân giống thông qua nuôi cấy mô [7]. Kỹ thuật nuôi cấy mô cung cấp sự nhân giống quy mô lớn và vật liệu cây trồng sạch. Kỹ thuật tạo cây chuối in vitro là kỹ thuật cao cấp hơn phương pháp truyền thống (nhân giống từ cây chuối con) của sản phẩm cây chuối với khía cạnh sản lượng tối ưu, đồng đều, cây sạch bệnh và đúng giống. Nhân nhanh quy mô lớn của cây nuôi cấy mô có thể được thực hiện trong thời gian ngắn. Chúng được vận chuyển rẻ hơn so với cây chuối con thông thường và sự kết hợp với chỉ số virus theo sự chuyển biến an toàn và sự trao đổi và bảo tồn của giống cây. Thêm vào đó, sản xuất chuối sử dụng kỹ thuật nuôi cấy mô được báo cáo là khỏe mạnh hơn, sản lượng cao hơn, sản xuất trái chất lượng tốt hơn các sản phẩm được sản xuất bằng phương tiện thông thường [8].
 

Cho việc thương mại hóa, điều này cần thiết cung cấp chuối chất lượng cao được sản xuất để đáp ứng cho nhu cầu đang gia tăng. Mức nhân cao của vật liệu cây trồng đồng nhất di truyền, sạch côn trùng và sạch bệnh có thể đạt được thông qua nuôi cấy mô. Những tiếp cận nuôi cấy mô cũng cho phép sản xuất cây tăng trưởng nhanh, trái mùa khi so với nhân giống thông thường [9].
 

Kỹ thuật nhân giống in vitro cho việc sản xuất chuối bằng nuôi cấy đỉnh chồi là sự tiếp cận cần thiết trong xử lý các vấn đề gặp phải trong nuôi cấy mô, các kỹ thuật này sẽ đảm bảo sản xuất sản phẩm bền vững của vật liệu cây chuối.
 

Thành phần môi trường nuôi cấy mô có thể được phân loại gồm các muối vô cơ, thành phần hữu cơ, chuẩn bị các thành phần phức tự nhiên và các chất hỗ trợ trơ [10]. Sự thành công trong nuôi cấy mô trong nuôi cấy tế bào và cơ quan thực vật phụ thuộc vào môi trường dinh dưỡng thích hợp. Bằng sự cung cấp các chất cần thiết với sự kết hợp và gốc muối phù hợp, nó có thể thiết lập những nuôi cấy từ thực tế mỗi phần trên cây [10]. Mức muối vô cơ đa lượng và vi lượng sử dụng trong hầu hết môi trường nuôi cấy mô thực vật dựa vào các mức thiết lập trong môi trường nuôi cấy mô thực vật phát triển bởi [11] nuôi cấy mô thuốc lá “môi trường MS” [12]. Như vậy không có môi trường duy nhất có thể được đề nghị làm vừa hợp hoàn toàn cho tất cả các loại mô và cơ quan thực vật [13]. Murashige và Skoog [11] là môi trường nuôi cấy thực vật được dùng rộng rãi [14]. Nhiều công thức môi trường được báo cáo để nuôi cấy đỉnh chồi chuối với một chút cải tiến trên môi trường MS [15]. Các môi trường phổ biến khác bao gồm môi trường B5 [16]; SH (Schenk và Hildebrant) [17], N6 [18] và Linsmaier và Skoog (LS) [19] [20] [21]. Môi trường MS của Murashige và Skoog (1962) là thành phần muối cung cấp đa lượng và vi lượng cần thiết. Mặc dù để đạt được sự tăng trưởng và biệt hóa của tế bào hay mô, các nồng độ của các chất dinh dưỡng vô cơ phải tối ưu mà môi trường đáp ứng các yêu cầu của tế bào hay mô sử dụng [22].
 

Nhân tố hoạt động trong môi trường là các ion ở các dạng khác nhau hơn là các hợp chất. Một dạng của ion có thể được xây dựng bởi nhiều hơn 1 hợp chất, ví dụ ion NO³¯ có thể được xây dựng bởi NH₄NO₃ cũng như KNO₃ [13]. Vi nhân giống cây chuối ở Đông Phi với mục tiêu là môi trường tăng trưởng cải tiến hay thích hợp đã bắt đầu gần đây [23]. Tuy nhiên, sự thành công trong nỗ lực này còn hạn chế. Ví dụ, Maerere và cộng sự (2003) thành công trong chuẩn bị (phát triển quá trình cho cv. Bukoba and Uganda) ở Tanzania nhưng biểu hiện ngoài đồng của các giống này chưa được đánh giá. Sự tăng trưởng và hình thái học tối ưu của mô có thể khác biệt giữa các cây dựa vào các yêu cầu dinh dưỡng. Nguồn mẫu từ các phần khác nhau trên các cây giống nhau cũng có sự yêu cầu khác nhau cho sự tăng trưởng thích hợp [21]. Vì vậy nhu cầu cho sự phát triển, môi trường với thành phần thích hợp cho cây chuối riêng biệt là quan trọng để đảm bảo thành công cho sự tăng trưởng và phát triển in vitro của mỗi loại cây trồng.
 

Mặc dù cơ bản của tất cả môi trường là thành phần của các chất dinh dưỡng thiết yếu [24], các vitamin là yêu cầu các hàm lượng vết để phục vụ cho các chức năng xúc tác trong các hệ thống enzyme [22]. Một số loài có thể tổng hợp các vitamin thiết yếu cho sự tăng trưởng của chúng. Tuy nhiên khi thực vật tăng trưởng in vitro, các vitamin có thể hoạt động như các nhân tố hạn chế cho sự tăng trưởng và biệt hóa tế bào [25]. Các nghiên cứu khác đã xác nhận rằng các vitamin thiamine and nicotinic acid có ảnh hưởng đến sự phân chia tế bào trong mô phân sinh rễ đậu [26] [27]. Các vitamin này hoạt động kết hợp, vd cả sự hiện diện của thiamine and nicotinic acid thúc đẩy sự tăng trưởng rễ. Bốn vitamin: myo-inositol, thiamine, nicotinic acid, và pyridoxine là thành phần của môi trường Murashige and Skoog (1962) và được dùng trong nhiều tỉ lệ khác nhau khi nuôi cấy mô của các loài khác nhau [28]. Yêu cầu tế bào hay bổ sung vitamin khác nhau tùy theo đặc tính tự nhiên của cây và loại nuôi cấy [29]. Điều này có thể bao gồm tất cả vitamin được dùng trong các thí nghiệm riêng biệt khi cần thiết hay chúng sẽ hoạt động cho thí nghiệm khác.

Ở chuối, bổ sung vitamin vào môi trường nuôi cấy ít được nghiên cứu và thường các nhà nghiên cứu có xu hướng bỏ qua tác dụng rất cần thiết của các thành phần môi trường nhỏ này, như vitamin và bổ sung ít  để đảm bảo rằng không có yếu tố bị thiếu sẽ hạn chế sự thành công của các thí nghiệm. Đôi khi hỗn hợp phức chất của 9 hay 10 vitamin được sử dụng [29] [30]. Vì vậy, cần nghiên cứu hàm lượng của các vitamin thường sử dụng cho mỗi giống chuối trong nuôi cấy mô.
 

Chuối chứa các thành phần phenolic enzymes chủ yếu là các enzyme polyphenoloxidase. Enzyme polyphenoloxidase có vai trò là auxine thực vật rất quan trọng ở chuối và giúp bảo vệ thực vật khỏi nhiễm từ nấm, virus và vi khuẩn khi bị thương [31]. Thành phần phenol ở Musa spp. Chủ yếu là doparnine, catechin, chlorogenic acid, cinnamic acid, hydroxylbenzoic, resorcinol, progallic acid, salicylic acid, ferulic acid, vanillin coumurin, P-coumaric acid và phenol [32]. Phản ứng hóa nâu và vị đắng chát (nguyên văn: astringency) của trái cây bị gây ra bởi các hợp chất phenolic, và chịu trách nhiệm chủ yếu về mức chết cao (hóa nâu gây chết) trong nuôi cấy mô [30]. Quy trình này được khởi đầu bởi sự hóa nâu bề mặt của mô thực vật vì sự oxi hóa các thành phần phenolic kết quả là hình thành các chất quinine có hoạt tính cao và gây độc đến mô thực vật [30] [33].
 

Tách riêng khỏi nhóm hợp chất thứ cấp quan trọng, các phenolic có thể hoạt động như tác nhân điều chỉnh sự phát triển thực vật bởi sự dị hóa indole acetic acid (IAA) riêng lẻ [34]. Chúng cũng đóng vai trò hiệu quả sự điều hòa tăng trưởng thực vật, sự biệt hóa tế bào và phát sinh cơ quan [35]. Nồng độ của chúng thường bị ảnh hưởng bởi nhiều nhân tố nội - ngoại sinh ví dụ như các chất dinh dưỡng [36] [37]. Các nhân tố khác bao gồm stress do hạn hán, nước, bức xạ và nhiễm bệnh từ các bề mặt vết thương vốn ảnh hưởng trực tiếp đến nồng độ phenolic ở thực vật [38].

Than hoạt tính được sử dụng trong kiểm soát sự hóa nâu gây chết. Ứng dụng đầu tiên của nó trong vi nhân giống được Lu và cộng sự (1990) báo cáo và đề nghị than hoạt tính chịu trách nhiệm cho hấp thụ và giải phóng trong điều khiển sự giải phóng của các chất dinh dưỡng trong sản xuất hạt nhân tạo [39]. Than hoạt tính có mạng lưới lỗ hoàn hảo với diện tích bề mặt trơ lên vật chất bị hấp thu [40]. Than hoạt tính (AC) thường được sử dụng trong nuôi cấy mô để cải thiện sự tăng trưởng và phát triển của tế bào. Lợi ích chính là sự hấp thụ của nó lên các vật chất bị gây ức chế trong môi trường nuôi cấy. Sự oxi hóa phenolic hay sự tích lũy các dịch chiết nâu có thể được hạn chế đáng kể nhờ than hoạt tính [41] [42]. Tuy nhiên, AC cũng hấp thu các vitamin, cytokinin và auxin, vì vậy thay đổi các tỉ lệ của thành phần môi trường và sau đó ảnh hưởng đến tái sinh thực vật [43]. Điều này làm các nhà nghiên cứu dùng AC dù không biết chính xác lượng phù hợp đến các mô thực vật. Để có được các mức mục tiêu hormon ngoại sinh tự do đầy đủ có lẽ khó khăn [42].
 

Điều khiển sự hóa nâu gây chết trong nuôi cấy mô cây chuối được báo cáo bởi các nghiên cứu khác nhau. Onuoha và cộng sự [31], báo cáo ứng dụng của chất chống oxi hóa kali citrate và citrate (K-C:C) trong việc ngăn cản sự hóa nâu khi nuôi cấy cây chuối. Như là chất chống oxi hóa, kali citrate và citrate hạn chế sự hóa nâu trong 2 giờ trước khi nuôi cấy mô.
 

 Ascorbic acid cũng là chất chống oxi hóa dùng để điều khiển sự oxi hóa phenol [44] – [46]. Nó có thể giảm các gốc oxy hóa tạo ra khi mô thực vật bị thương, vì vậy bảo vệ các tế bào khỏi tổn thương gây ra từ các vết thương. Sự giải độc của các gốc tự do bởi AA tạo ra trong sự oxi hóa các thành phần phenolic làm giảm sự lan rộng của sự hóa nâu [33]. Trong sự điều khiển hóa nâu gây chết ở đậu tằm, [47] báo cáo rằng ứng dụng của than hoạt tính, ascorbic acid, cystene và bạc nitrate có ảnh hưởng quan trọng lên số chồi và chiều dài chồi tái sinh trên mẫu, [48] báo cáo rằng việc bổ sung cysteine vào môi trường tăng trưởng hạn chế các mẫu hóa đen trong nuôi cấy mô cây chuối. Hiểu về các quá trình góp phần vào sự oxi hóa của các chất phenol và cách chúng được hạn chế khi khởi đầu nuôi cấy mô chuối quan trọng trong nuôi cấy in vitro thành công và không chỉ ở chuối mà còn ở các cây trồng khác.

Trong các giống chuối dễ bị tổn thương gây hóa nâu mô, loại bỏ và hạn chế quá trình này là yêu cầu cần thiết cho sự thành công trong thiết lập nuôi cấy. Sự phát triển của nghiệm thức thích hợp và hiệu quả để hạn chế tối đa mô bị nâu của các giống này bởi tập trung vào tính chống oxi hóa thích hợp, nồng độ tối ưu và phương pháp ứng dụng trong sự chuẩn bị mẫu là điều quan trọng hàng đầu.

Các chất điều hòa tăng trưởng đóng vai trò cốt lõi cho sự phát triển phương thức đặc trưng của sự tăng trưởng trong tế bào hay mô được nuôi cấy, có lẽ vì sự tích lũy của hàm lượng chất hóa sinh đặc trưng trong chúng. Các loại hormone riêng lẻ hay kết hợp trong môi trường dẫn đến sự duy trì hàm lượng đặc trưng và cân bằng các chất vô cơ và hữu cơ trong mô đang phát triển. Điều này dẫn đến các tế bào hay mô phát triển thành cả chồi/hay rễ hay thậm chí là chết [49].

Trong nuôi cấy mô, chất diều hòa tăng trưởng thực vật là những thành phần môi trường quan trọng trong xác định sự phát triển và đường tăng trưởng của tế bào thực vật. Chất điều hòa tăng trưởng được dùng trong các tỉ lệ khác để phá vỡ ưu thế và nâng cao hình thành chồi như ưu thế ngọn dưới sự điều khiển của các chất điều hòa tăng trưởng này [50]. Cytokinin và auxin quan trọng trong nuôi cấy in vitro cũng như sau đó liên quan đến sự hình thành rễ, điều được đề cập trước yêu cầu chủ yếu trong môi trường như thường điều khiển và thay đổi các mức auxin và cytokinin có thể thay đổi thành công sự tác động tăng trưởng của nuôi cấy thực vật [51].
 

 Cytokinin như benzyl aminopurine (BAP) và kinetin được biết đến trong hạn chế sự ức chế mô phân sinh đỉnh và cảm ứng cả sự hình thành chồi nách và chồi bất định từ các mẫu mô phân sinh ở chuối [52]. Tuy nhiên, áp dụng nồng độ BAP cao hơn ức chế sự kéo dài mô phân sinh bất định và sự biến đổi thành cây hoàn chỉnh [53].
 

Auxin và các chất điều hòa tăng trưởng khác như gibberelling đóng vai trò quan trọng trong sự tăng trưởng và biệt hóa tế bào và mô được nuôi cấy [54] [55]. Auxin như Naphtalene acetic acid (NAA) được báo cáo trong sự thúc đẩy sự hình thành rễ in vitro [5] [14].
 

Sử dụng chất điều hòa tăng trưởng (PGRs) trong môi trường dinh dưỡng thực vật cho nuôi cấy in vitro phụ thuộc vào giai đoạn tăng trưởng mô thực vật và trông chờ kết quả cuối. Cytokinin đóng vai trò quan trọng trong hình thành chồi in vitro. Tuy nhiên nhân chồi in vitro bị ảnh hưởng bởi ưu thế ngọn được điều khiển bởi nhiều chất tăng trưởng [56] [57]. Kiểu gen của các mẫu thực vật xác định sự nhân nhanh chồi in vitro. Tách khỏi ảnh hưởng kiểu gen. mức nhân chồi và kéo dài bị ảnh hưởng bởi loại và nồng độ cytokinin. Cytokinin có gốc adenine được dùng nhiều trong Musa spp cho nhân giống in vitro [58]. N6-benzylaminopurine (BAP) là cytokinin được dùng phổ biến nhất [14]. Các chất khác là isopentyladenine (2-ip), zeatin and kinetin [59]. Nồng độ cúa cytokinin ngoại sinh xuất hiện là nhân tố chính tác dộng lên sự nhân chồi.
 

Nhiều nghiên cứu đã báo cáo việc dùng auxin và cytokinin trong nuôi cấy mô. Gubbuk và Pekmzci [58] báo cáo rằng nồng độ vừa phải của cytokinin làm tăng mức nhân chồi nhưng những nồng độ rất cao là giảm hệ số nhân chồi và đặc biệt làm giảm hệ số kéo dài chồi [58]. Cũng vậy, họ báo cáo nhân chồi cao hơn và kéo dài hơn với Thidiazuron (TDZ) hơn là BAP. Tuy nhiên BAP trên 20 μM và TDZ trên 2 μM giảm sự kéo dài chồi. Ứng dụng của TDZ được biết đến trong ức chế sự kéo dài chồi. Trong một nghiên cứu chỉ dẫn bởi Lee (2004) tìm thấy TDZ ở 0.91 μM tạo số chồi lớn nhất. Nhưng ở nồng độ TDZ cao hơn (9.1 μM), sự kéo dài chồi bị ức chế và cụm chồi cầu nhỏ xuất hiện ở dưới chồi [60].
 

Trong nghiên cứu những tác động của sự kết hợp auxin/cytokinin lên sự nhân chồi trên cây chuối [61], báo cáo rằng sự phối hợp của auxin mạnh trong môi trường ngăn cản mức chân chồi của cây chuồi. Trong môi trường cải tiến với tỉ lệ cytokinin/auxin thấp, ví dụ 16.8/1.0 và 16.8/1.2 ZN/NAA, cây chuối cao nguyên Đông Phi (AAA-EA) cho thấy sự phát triển chồi đơn và cảm ứng mô sẹo vì ưu thế ngọn có kết quả từ sự tăng mức nồng độ auxin [61]. Trong nghiên cứu khác Buah và cộng sự [62] chứng minh rằng những khác nhau xảy ra trong sự liên quan nồng độ của loại cytokinin trong cảm ứng chồi. Khả năng khác biệt của các hormone khác nhau trong cảm ứng chồi in vitro được quy cho các nhân tố như sự ổn định, sự biến đổi và mức kết nối và oxi hóa của các hormone [62]. Nồng độ và sự kết hợp của auxin và cytokinin trong môi trường dinh dưỡng là nhân tố quan trọng quyết định sự tái sinh thực vật thành công [22]. Vì vậy cho hiệu quả nhân giống in vitro cây chuối, sự thiết lập sự kết hợp tối ưu của cytokinin và auxin và sự tương tác trong môi trường nuôi cấy mô cho các cây đặc trưng là cần thiết.

Nhu cầu cây chuối là hạn chế chính trong việc mở rộng sản phẩm cây chuối. Thời gian dài yêu cầu vật liệu thông thường đến lúc trưởng thành và sự phổ biến của côn trùng và bệnh góp phần vào vấn đề này.
 

Trong ứng dụng của kỹ thuật cắt chồi, cây chuối con có tuổi sinh lý nhỏ (có 1 lá) được cắt theo chiều dọc để tăng số chồi của mẫu trong quá trình nuôi cấy mô [5]. Điều này được nghĩ ra để thúc đẩy sự nhân chồi bởi phá hủy ưu thế ngọn [63].
 

Nó được thiết lập rằng sự phát triển chồi bên trên thân chịu sự điều khiển của chồi đỉnh và áp dụng auxin này có thể thay thế đầy đủ chức năng này ở đỉnh thân càng nhiều như khi tìm thấy auxin kích thích tạo C₂H₄ trong thân [64] [65]. Sự phát triển của mô phân sinh chồi bên được ức chế bởi ưu thế ngọn [66]. Các mô phân sinh chồi bên thường là nguồn hình thành chồi trong tự nhiên đặc biệt khi chồi đỉnh bị hủy hay bị tổn thương [67].
 

Sự đánh thức yếu ớt ở cây chuối cho kết quả từ ưu thế ngọn mạnh, bị ức chế bởi cây chính và cạnh tranh giữa các cây chuối con [68]. Ưu thế ngọn bị điều khiển bởi các chất tăng trưởng giải phóng bởi chồi đỉnh, vốn ức chế sự tăng trưởng cho chồi bên [69]. Sự ức chế cũng dưới sự điều khiển của nhiều chất điều hòa tăng trưởng [56] [57] [63]. Vì vậy các cây con hoàn chỉnh của cây chuối vẫn còn nhỏ cho tới khi sau khi cây mẹ ra hoa vì nhu cầu cho sự đồng hóa còn yếu dưới sự ảnh hưởng của ưu thế ngọn [70].
 

Cắt dọc chồi không là thí nghiệm thông dụng trong nuôi cấy mô cây chuối. Một số báo cáo về vai trò của ưu thế ngọn trong tạo chồi từ các mẫu chuối đang được tranh cãi. Ví dụ [71] xác nhận rằng sự đình chỉ ưu thế ngọn bởi tách đỉnh chồi là cần thiết cho việc nhân chồi khởi đầu ở giống Cavendish.  Tuy nhiên, các nghiên cứu khác báo cáo rằng khởi đầu nhân chồi được tạo ra trong sự hiện diện của vòm đỉnh ở giống Robusta [72]. [73] báo cáo rằng sự tách vòm đỉnh khôi cần thiết trong nhân chồi. Trong sự tiếp cận khác nhau đến cùng một nghiệm thức ví dụ cắt dọc đỉnh chồi; [72] báo cáo rằng sự gia tăng mạnh mẽ ở mức tăng trưởng và nhân chồi trong khi so sánh với môi trường rắn khi cấy chuyền các đỉnh chồi được cắt trong môi trường lỏng. [74] tìm thấy rằng sự ngâm tạm thời của các đỉnh chồi được cắt trong môi trường lỏng trong 20 phút tạo mức tăng trưởng cao nhất trong 24h [74]. Trong nghiên cứu khác, [75] ghi nhận rằng cắt dọc chồi cảm ứng tăng hệ số nhân 3 lần. Mức nhân cũng  được tìm thấy phụ thuộc vào nguồn gốc của chồi con  bởi các chồi bên tăng 2 lần về kích thước trong  tuần  trong khi chồi đỉnh đạt 3 lần.
 

Nhìn chung, các loại cây khác nhau cho thấy sự thay đổi trong khuynh hướng nhân chồi và kiểu nhân chồi  có thể được phân biệt. Điều này là vì sự nhân chồi xuất hiện được liên kết với cấu hình bộ gen của cây trồng được đề cập [73] và vòm đỉnh dưới sự điều khiển của PGR. Vì vậy nồng độ thích hợp của PGR và kỹ thuật cắt chồi trong nỗ lực phá vỡ ưu thế ngọn và cảm ứng chân chồi là nghiên cứu cần để đảm bảo số chồi lớn được tạo ra in vitro.
 

Chuối là thực phẩm và một trong những loại trái cây xuất khẩu rộng lớn nhất trên thế giới. Nhu cầu vật liệu cây trồng của chuối rất cao trong khắp vùng nhiệt đới và cận nhiệt. Mặc dù nhu cầu cao, tính khả dụng của vật liệu cây trồng an toàn và đáng tin cậy là thách thức cho các nông dân có quy mô trồng lớn và nhỏ. Nhân giống chuối thông qua nuôi cấy mô là giải pháp đáng tin cậy cho các vấn đề cho nông dân. Sự thành công trong sản xuất vật liệu cây chuối giống thông qua nuôi cấy mô bị hạn chế bởi các khó khăn về kỹ thuật liên kết với các phòng thí nghiệm thông thường trong các vấn đề khác. Từ nền tảng hiệu quả các kỹ thuật nhân giống in vitro là cần để vượt qua các thử thách này. Thông qua điều khiển sự hóa nâu gây chết, nồng độ tối ưu của auxin và cytokinin và ngăn cản ưu thế ngọn thông qua kỹ thuật cắt dọc chồi, các hạn chế này được giải quyết và góp phần lớn đến vật liệu cây chuối an toàn và đáng tin cậy.
 

Lời cảm ơn
 

Nghiên cứu này được tài trợ bởi Viện KH-KT Châu Phi Nelson Mandela thông qua quỹ nghiên cứu từ Ủy ban cho KH-KT (COSTECH) ở Tanzania.
 

[1]  Singh, H., Uma, S., Selvarajan, R. and Karihaloo, J. (2011) Micropropagation for production of quality banana planting material in Asia-Pacific. Asia-Pacific Consortium on Agricultural Biotechnology (APCoAB), New Delhi, Vol. 92.

[2]  Vuylsteke, D., Swennen, R. and De Langhe, E. (1990) Tissue Culture Technology for the Improvement of African Plantains. Sigatoka Leaf Spot Diseases of Bananas. RA Fullerton and RH Stover. INIBAP, Montpellier, 316-337.

[3]  Naduvinamani, R. (2007) Economics of Red Banana Production under Contract Farming in Karnataka. University of Agricultural Sciences, Bangalore.

[4]  Gallez, A., Runyoro, G., Mbehoma, C., Van den Houwe, I. and Swennen, R. (2004) Rapid Mass Propagation and Diffusion of New Banana Varieties among Small-Scale Farmers in North Western Tanzania. African Crop Science Journal, 12, 7-17. http://dx.doi.org/10.4314/acsj.v12i1.27657 

[5]  Hussein, N. (2012) Effects of Nutrient Media Constituents on Growth and Development of Banana (Musa spp.) Shoot Tips Cultured in Vitro. African Journal of Biotechnology, 11, 9001-9006. 

[6]  Wambugu, F., Njuguna, M., Acharya, S. and Mackey, M. (2008) Socio-Economic Impact of Tissue Culture Banana (Musa Spp.) in Kenya through the Whole Value Chain Approach. International Conference on Banana and Plantain in Africa: Harnessing International Partnerships to Increase Research Impact, 879, 77-86. 

[7]  Ali, A., Sajid, A., Naveed, N.H., Majid, A., Saleem, A., Khan, U.A., Jafery, F.I. and Naz, S. (2011) Initiation, Proliferation and Development of Micro-Propagation System for Mass Scale Production of Banana through Meristem Culture. African Journal of Biotechnology, 10, 15731-15738. http://dx.doi.org/10.5897/AJB11.2079 

[8]  Hwan, S.C., Chen, C.L., Lin, J.C. and Lin, H.L. (1976) Cultivation of Banana Using Plantlets from Meristem Culture. HortScience, 19, 231-232.

[9]  Eckstein, K. and Robinson, J. (1995) Physiological Responses of Banana (Musa AAA; Cavendish Sub-Group) in the Subtropics. IV. Comparison between Tissue Culture and Conventional Planting Material during the First Months of Development. Journal of Horticultural Science, 70, 549-559. 

[10]  Huang, L.C. and Murashige, T. (1977) Plant Tissue Culture Media: Major Constitutents, Their Preparation and Some Applications. Methods in Cell Science, 3, 539-548. 

[11]  Murashige, T. and Skoog, F. (1962) A Revised Medium for Rapid Growth and Bio-Assays with Tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum, 15, 473-497. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x 

[12]  Nassar, A.H. (2004) Effect of Some Copper Compounds on Rhizogenesis of Micropropagated Banana Shoots. International Journal of Agriculture & Biology, 6, 552-556. 

[13]  Bhojwani, S.S. and Razdan, M.K. (1986) Plant Tissue Culture: Theory and Practice. Access Online via Elsevier.

[14]  Vuylsteke, D.R. (1989) Shoot-Tip Culture for the Propagation, Conservation and Exchange of Musa germplasm. 

[15]  Browning, G., Ognjanov, V., Passey, A. and James, D. (1987) Multiple Shoot and Root Regeneration from Pear Embryo Cotyledon Explants in Vitro. Journal of Horticultural Science, 62, 305-311.

[16]  Gamborg, O.L., Miller, R.A. and Ojima, K. (1968) Nutrient Requirement of Suspension Cultures of Soybean Root Cells. Experimental Cell Research, 50, 151-158. http://dx.doi.org/10.1016/0014-4827(68)90403-5

[17]  Schenk, R.U. and Hildebrant, A.C. (1972) Medium and Techniques for Induction and Growth of Monocotyledonous and Dicotyledonous Plant Cell Cultures. Canadian Journal of Botany, 50, 199-204. http://dx.doi.org/10.1139/b72-026

[18]  Chu, C.C., Wang, C.C., Sun, C.S., Hsu, C., Yin, K.C., Chu, C.Y. and Bi, F.Y. (1975) Establishment of an Efficient Medium for Another Culture of Rice through Comparative Experiments on the Nitrogen Sources. Scientia Sinica, 18, 659-668. 

[19]  Lismaier, E.M. and Skoog, F.F. (1975) Organic Growth Factor Requirements of Tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum, 18, 100-127. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1965.tb06874.x

[20]  Hussein, N. (2012) Effects of Nutrient Media Constituents on Growth and Development of Banana (Musa spp.) Shoot Tips Cultured in Vitro. African Journal of Biotechnology, 11, 9001-9006.

[21]  Saad, A.I. and Elshahed, A.M. (2012) Plant Tissue Culture Media. 

[22]  North, J., Ndakidemi, P. and Laubscher, C. (2010) The Potential of Developing an in Vitro Method for Propagating Strelitziaceae. African Journal of Biotechnology, 9, 7583-7588. 

[23]  Msogoya, T., Maerere, A., Kusolwa, P. and Nsemwa, L. (2006) Field Performance of Improved Banana Cv. Fhia 17 and Fhia 23 in the Eastern Zone of Tanzania. Journal of Agronomy, 5, 533-535. http://dx.doi.org/10.3923/ja.2006.533.535

[24]  Ramage, C.M. and Williams, R.R. (2002) Mineral Nutrition and Plant Morphogenesis. In Vitro Cellular & Developmental Biology—Plant, 38, 116-124. http://dx.doi.org/10.1079/IVP2001269

[25]  Torres, K.C. (ed.) (1989) Tissue Culture Techniques for Horticultural Crops. Chapman and Hall, New York, London. 

[26]  Bonner, J. and Addicott, F. (1937) Cultivation in Vitro of Excised Pea Roots. Botanical Gazette, 99, 144-170.

[27]  Ohira, K., Ikeda, M. and Ojima, K. (1976) Thiamine Requirements of Various Plant Cells in Suspension Culture. Plant and Cell Physiology, 17, 583-590. 

[28]  Murashige, T. (1974) Plant Propagation through Tissue Cultures. Annual Review of Plant Physiology, 25, 135-166. http://dx.doi.org/10.1146/annurev.pp.25.060174.001031

[29]  George, E.F., Hall, M.A. and De Klerk, G.J. (2008) The Components of Plant Tissue Culture Media II: Organic Additions, Osmotic and pH Effects, and Support Systems. In: George, E.F., Hall, M.A. and De Klerk, G.J., Eds., Plant Propagation by Tissue Culture, Springer, Berlin, 115-173. 

[30]  North, J., Ndakidemi, P. and Laubscher, C. (2012) Effects of Antioxidants, Plant Growth Regulators and Wounding on Phenolic Compound Excretion during Micropropagation of Strelitzia Reginae. International Journal of Physical Sciences, 7, 638-646. 

[31]  Onuoha, I.C., Eze, C.J. and Unamba, C.I. (2011) In Vitro Prevention of Browning in Plantain Culture. OnLine Journal of Biological Sciences, 11, 13-17. 

[32]  Khalil, M., Moustafa, A. and Naguib, N. (2007) Growth, Phenolic Compounds and Antioxidant Activity of Some Medicinal Plants Grown under Organic Farming Condition. World Journal of Agricultural Sciences, 3, 451-457. 

[33]  Titov, S., Bhowmik, S.K., Mandal, A., Alam, M.S. and Uddin, S.N. (2006) Control of Phenolic Compound Secretion and Effect of Growth Regulators for Organ Formation from Musa spp. cv. Kanthali Floral Bud Explants. American Journal of Biochemistry and Biotechnology, 2, 97-104. http://dx.doi.org/10.3844/ajbbsp.2006.97.104

[34]  Ozyigit, I.I., Kahraman, M.V. and Ercan, O. (2007) Relation between Explant Age, Total Phenols and Regeneration Response in Tissue Cultured Cotton (Gossypium hirsutum L.). African Journal of Biotechnology, 6, 3-8. 

[35]  Mato, M., Rúa, M. and Ferro, E. (1988) Changes in Levels of Peroxidases and Phenolics during Root Formation in Vitis Cultured in Vitro. Physiologia Plantarum, 72, 84-88. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1988.tb06626.x

[36]  Lux-Endrich, A., Treutter, D. and Feutch, W. (2000) Influence of Nutrients and Carbohydrate Supply on the Phenol Composition of Apple Shoot Cultures. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 60, 15-21. 

[37]  Zapprometov, M. (1989) The Formation of Phenolic Compounds in Plant Cell and Tissue Cultures and Possibility of Its Regulation. In: Maramorosch, K. and Sato, G.H., Eds., Advances in Cell Culture, Academic Press, Waltham, 240-245. 

[38]  Kefeli, V.I., Kalevitch, M.V. and Borsari, B. (2003) Phenolic Cycle in Plants and Environment. Journal of Molecular Cell Biology, 2, 13-18. 

[39]  Ganapathi, T.R. and Higgs, N. (1999) Transformation and Regeration of the Banana Cultivar Rasthali (AAB). Proceedings of the International Symposium on the Molecular and Cellular Biology of Bananas, Ithaca, New York, 22-25 March 1999, 13.

[40]  Pan, M.J. and van Staden, J. (1998) The Use of Charcoal in in Vitro Culture—A Review. Plant Growth Regulation, 26, 155-163. http://dx.doi.org/10.1023/A:1006119015972

[41]  Fridborg, G., Pedersén, M., Landstörm, L.E. and Erikson, T. (1978) The Effect of Activated Charcoal on Tissue Cultures: Adsorption of Metabolites Inhibiting Morphogenesis. Physiologia Plantarum, 43, 104-106.

http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1978.tb01575.x

[42]  Thomas, T.D. (2008) The Role of Activated Charcoal in Plant Tissue Culture. Biotechnology Advances, 26, 618-631.

http://dx.doi.org/10.1016/j.biotechadv.2008.08.003

[43]  Teng, W.L. and Ngai, Y.W. (1999) Regeneration of Oxalis triangularis spp. Triangularis from Suspension Cells Cultured in Three Different Systems (Solid, Liquid-Flask and Bioreactor Cultures). Plant Cell Reports, 18, 701-706.

http://dx.doi.org/10.1007/s002990050646

[44]  Bhardwaj, L. and Ramawat, K. (1993) Effect of Anti-Oxidants and Adsorbents on Tissue Browning Associated Metabolism in Cocculus Pendulus Callus Cultures. Indian Journal of Experimental Biology, 31, 715-718. 

[45]  Chawla, H. (2002) Introduction to Plant Biotechnology. Science Publishers. 

[46]  Abeyaratneb, W. and Lathiff, M. (2002) In-Vitro Propagation of “Rathambala” (Musa AAA) and the Occurrence of Phenotypic Variations in the Pseudostem. Annals of the Sri Lanka Department of Agriculture (LKA), 4, 191-197. 

[47]  Abdelwahd, R., Hakam, N., Labhilili, M. and Udupa, S.M. (2008) Use of an Adsorbent and Antioxidants to Reduce the Effects of Leached Phenolics in in Vitro Plantlet Regeneration of Faba Bean. African Journal of Biotechnology, 7, 997-1002.

[48]  Strosse, H., Houwe, I., Panis, B., Jain, S. and Swennen, R. (2004) Banana Cell and Tissue Culture—Review. Banana Improvement: Cellular, Molecular Biology, and Induced Mutations. Proceedings of a Meeting, Leuven, 24-28 September 2001, 1-12. 

[49]  Dahot, M.U. (2007) Morpho-Physiological Aspects of Micro-Propagating Banana under Different Hormonal Conditions. Asian Journal of Plant Sciences, 6, 496-501. http://dx.doi.org/10.3923/ajps.2007.496.501

[50]  Madhulatha, P., Anbalagan, M., Jayachandran, S. and Sakthivel, N. (2004) Influence of Liquid Pulse Treatment with Growth Regulators on in Vitro Propagation of Banana (Musa spp. AAA). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 76, 189-192. http://dx.doi.org/10.1023/B:TICU.0000007291.31439.6c

[51]  Gonzales, R.A. (1994) Plant Cell Culture: A Practical Approach. Oxford University Press, Oxford. 

[52]  Khalid, N. (2011) Effect of Benzylaminopurine (BAP) Pulsing on in Vitro Shoot Multiplication of Musa acuminata (Banana) cv. Berangan. African Journal of Biotechnology, 10, 2446-2450 

[53]  Buising, C.M., Shoemaker, R.C. and Benbow, R.M. (1994) Early Events of Multiple Bud Formation and Shoot Development in Soybean Embryonic Axes Treated with the Cytokinin, 6-Benzylaminopurine. American Journal of Botany, 81, 1435-1448. http://dx.doi.org/10.2307/2445317

[54]  Alexandrova, K., Denchev, P. and Conger, B. (1996) Micropropagation of Switchgrass by Node Culture. Crop Science, 36, 1709-1711. http://dx.doi.org/10.2135/cropsci1996.0011183X003600060049x

[55]  Bohidar, S., Thirunavoukkarasu, M. and Rao, T. (2008) Effect of Plant Growth Regulators On In Vitro Micropropagation of ‘Garden Rue’ (Ruta graveolens L.). International Journal of Integrative Biology, 3, 36-43. 

[56]  Wickson, M. and Thimann, K.V. (1958) The Antagonism of Auxin and Kinetin in Apical Dominance. Physiologia Plantarum, 11, 62-74. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1958.tb08426.x

[57]  Cline, M.G. (1994) The Role of Hormones in Apical Dominance. New Approaches to an Old Problem in Plant Development. Physiologia Plantarum, 90, 230-237. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1994.tb02216.x

[58]  Gübbük, H. and Pekmezci, M. (2004) In Vitro Propagation of Some New Banana Types (Musa spp.). Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 28, 355-361. 

[59]  De Langhe, E. and Vuylstek, D. (1985) Feasibility of in Vitro Propagation of Banana and Plantains. Tropical Agriculture (Trinidad), 62, 323-328. 

[60]  Shirani, S., Mahdavi, F. and Maziah, M. (2009) Morphological Abnormality among Regenerated Shoots of Banana and Plantain (Musa spp.) after in Vitro Multiplication with TDZ and BAP from Excised Shoottips. African Journal of Biotechnology, 8, 5755-5751. 

[61]  Arinaitwe, G., Rubaihayo, P. and Magambo, M. (1999) Effects of Auxin/Cytokinin Combinations on Shoot Proliferation in Banana Cultivars. African Crop Science Journal, 7, 605-611. http://dx.doi.org/10.4314/acsj.v7i4.27755

[62]  Buah, J., Danso, E., Taah, K., Abole, E., Bediako, E., Asiedu, J. and Baidoo, R. (2010) The Effects of Different Concentrations Cytokinins on the in Vitro Multiplication of Plantain (Musa sp.). Biotechnology, 9, 343-347.

http://dx.doi.org/10.3923/biotech.2010.343.347

[63]  Woolley, D.J. and Wareing, P.F. (1972) The Interaction between Growth Promoters in Apical Dominance. New phytologist, 71, 781-793. http://dx.doi.org/10.1111/j.1469-8137.1972.tb01957.x

[64]  Ma, S.S., Shii, C.T. and Wang, S.O. (1978) Regeneration of Banana Plants from Shoot Meristem Tips and Inflorescence Sections in Vitro. 20th International Horticultural Congress, Sydney, August 1978, 15-23. 

[65]  Kumar, D. and Wareing, P.F. (1972) Factors Controlling Stolon Development in the Potato Plant. New phytologist, 71, 639-648. http://dx.doi.org/10.1111/j.1469-8137.1972.tb01274.x

[66]  Razdan, M.K. (2003) Introduction to Plant Tissue Culture. Science Publishers. 

[67]  Burrows, G. (1989) Developmental Anatomy of Axillary Meristems of Araucaria Cunninghamii Released from Apical Dominance Following Shoot Apex Decapitation in Vitro and in Vivo. Botanical Gazette, 150, 369-377. http://dx.doi.org/10.1086/337782

[68]  Swennen, R., Wilson, G. and De Langhe, E. (1984) Preliminary Investigation of the Effects of Gibberellic Acid (GA3) on Sucker Development in Plantain (Musa cv. AAB) under Field Conditions. Tropical Agriculture, 61, 253-256. 

[69]  De Langhe, E., Swennen, R. and Wilson, G. (1983) Aspects hormonaux du rejetonnage des bananiers plantains. Fruits. 38, 318-325.

[70]  Ortiz, R. and Vuylsteke, D.R. (1994) Genetics of Apical Dominance in Plantain (Musa spp., AAB Group) and Improvement of Suckering Behavior. Journal of the American Society for Horticultural Science, 119, 1050-1053.

[71]  Ma, S.S. and Shii, C.T. (1972) In Vitro Formation of Adventitious Buds in Banana Shoot Apex Following Decapitation. Journal of the Chinese Society for Horticultural Science, 18, 135-142. 

[72]  Swamy, R.D., Rao, N. and Chacko, E.K. (1983) Tissue-Culture Propagation of Banana. Scientia Horticulturae, 18, 247-252. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(83)90028-6

[73]  Khatri, A., Khan, I.A., Siddiqui, S.H., Ahmad, M. and Siddiqui, K. (1997) In Vitro Culture of Indigenous and Exotic Banana Clones for Maximising Multiplication. Pakistan Journal of Botany, 29, 143-150. 

[74]  Alvard, D., Cote, F. and Teisson, C. (1993) Comparison of Methods of Liquid Medium Culture for Banana Micropropagation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 32, 55-60. http://dx.doi.org/10.1007/BF00040116

[75]  Mateille, T. and Foncelle, B. (1988) Micropropagation of Musa AAA cv. Poyo in the Ivory Coast. Tropical Agriculture (Trinidad), 65, 325-328.

Trâm Anh
SBC Scientific
Holtine: 0945677929
Email: info@sbc-vietnam.com

Tham khảo môi trường MS pha sẵn
Các loại hormone thực vật