Tham khảo giá NAA và IBA

Tạo rễ in vitro của vi chồi trong vi nhân giống các giống mía thương mại được tiến hành với vai trò đánh giá các phản ứng cảm ứng tạo rễ trên các giống mía (B41-227 và N14) từ alpha naphthalene acetic acid (NAA) và Indole -3- butyric acid (IBA). Theo đó, 4 mức NAA (0, 1, 2, và 3 mg/L) và IBA (0, 1, 2 và 3 mg/L) được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với cách sắp xếp kết hợp các yếu tố nghiệm thức 4x4x2 được kiểm tra. Dữ liệu về số rễ/chồi và chiều dài rễ trung bình (cm) được ghi nhận sau 30 ngày nuôi cấy trên môi trường cảm ứng rễ ½ MS. Phân tích phương sai tiết lộ rằng sự tương tác các ảnh hưởng của NAA, IBA và kiểu gen các giống mía lên số rễ/chồi và chiều dài trung bình của cả các giống mía cao đáng kể (P<0.0001). Môi trường nuôi cấy chứa 2mg/L NAA và 1mg/L IBA ở B41-227 và 1mg/L NAA riêng lẻ cho N14 được cho thấy là tối ưu. Trên các môi trường này, B41-227 cho 33 ± 0.15 rễ/chồi với chiều dài 2.92 ± 0.18 cm và N14 cho 35± 0.20 rễ/chồi với chiều dài 3.2 ± 0.25 cm. Cây con có rễ sống 100% sau 4 tuần thuần dưỡng trong nhà kính trên phân và đất Farmyard ở tỉ lệ 2:8. Quy trình tối ưu có thể dùng để phát triển hệ thống rễ khỏe mạnh và dồi dào ở các vi chồi cây mía, giai đoạn cần thiết trong vi nhân giống cây mía.
 

Từ khóa: In vitro rooting; Micropropagation; Sugarcane; NAA; IBA

Mía (Saccharum officinarum L.) là một trong các giống cây trồng chính phát triển rộng rãi trên toàn thế giới [1] xếp hạng trong 10 giống cây trồng phổ biến nhất [2,3] xấp xỉ một nửa thế giới [4] và là cây trồng thương mại đa mục đích quan trọng trong các vùng nhiệt đới và cận nhiệt của nhiều quốc gia [4-7]. Ở Ethiopia, cây mía được trồng trên 60.000 ha và 4 nhà máy đường sản xuất khoảng 300.000 tấn đường hàng năm bao gồm khoảng 60% nhu cầu tiêu thụ nội địa hàng năm. Mặc dù thực tế này, Ethiopia được ưu đãi khí hậu thuận lợi, đất đai màu mỡ rộng rãi và nguồn nước với quy mô thủy lợi lớn cho canh tác cây mía [8,9]. Ngoài ra, cây mía là giống cây trồng đa sản phẩm dùng cho thực phẩm (đường), năng lượng và vật liệu thô cho một số sản phẩm phụ [10-12]. Theo đó, Chính phủ Ethiopian là thực hiện mở rộng quy mô lớn và các chương trình phát triển lĩnh vực đường “xanh” với mục tiêu thúc đẩy sản phẩm đường trên toàn quốc hàng năm cả trong đáp ứng nhu cầu đường nội địa và khai thác thị trường đường trên thế giới. Tiếp theo hoàn thành chương trình phát triển, tổng vùng phát triển cây mía đạt 342.000 ha. Kết quả cũng cho thấy, sản phẩm đường hàng năm hiện tại 300.000 tấn nên tăng cường 5 triệu với 181.604m³ ethanol và 10 megawatt năng lượng điện. Tuy nhiên, số lượng đầy đủ về vật liệu cây mía sạch bệnh trong thời gian ngắn là nhân tố chính hạn chế sự thành công kế hoạch đã định. Thêm vào đó, cánh đồng các giống mía thương mại cũ hiện tại giảm đang mạnh và một số giống kém năng suất vì thiếu các kỹ thuật thay thế để làm sạch bệnh và trẻ hóa các giống mía. Hơn thế, thương mại hóa của các giống mía cải tiến khả năng thích nghi mất nhiều năm thông qua phương pháp nhân giống thông thường. Những phát hiện trong vi nhân giống tạo ra những lợi ích nổi bật, phát triển và tin cậy trên toàn thế giới [13].
 

Vi nhân giống sử dụng đỉnh chồi hay nuôi cấy đỉnh sinh trưởng được sử dụng rộng rãi để tạo cây sạch virus [14, 15] và nhân nhanh giống mới [16, 17] để trẻ hóa nhanh và sản xuất quy mô lớn tạo vật liệu cây con đồng đều và thuần giống cây mía [18, 19]. Hơn nữa, nuôi cấy mô nâng cao chất lượng cây mía được báo cáo để tạo ra cây mía cao cấp và năng suất cao [20-25]. Tuy nhiên, mở rộng ứng dụng của công nghệ này bị giới hạn bởi tỷ lệ cây con thất thoát khi chuyển sang điều kiện ex vitro [26]. Bên cạnh biến đổi sinh lý cây con, giải phẫu học và các đặc tính hình thái học của cây con vi nhân giống, tình trạng phát triển rễ quyết định tỉ lệ sống sót và lợi nhuận của công nghệ vi nhân giống. Cảm ứng nhiều rễ khỏe mạnh của vi chồi là giai đoạn quan trọng trong vi nhân giống để thiết lập thành công và sự sống cây con khi chuyển ra đất. Naphthalene acetic acid (NAA) được báo cáo là auxin mạnh nhất sau đó là indole-3-butyric acid (IBA) và indole-3-acetic acid (IAA) theo thứ tự độ mạnh giảm dần trong tạo rễ in vitro và phát triển cây con ở cây mía [27]. Các nghiên cứu khác nhau tìm thấy các phản ứng tạo rễ tối ưu của vi chồi cây mía trên môi trường ½ MS tăng cường ở các nồng độ khác nhau và kết hợp với NAA và IBA, chỉ ra đặc tính các kiểu gen cây mía ở các nồng độ và sự kết hợp của các auxin [28-35]. Vì vậy, nghiên cứu được tiến hành với mục tiêu tìm ra sự kết hợp và nồng độ tối ưu của NAA và IBA lên sự tạo rễ in vitro của vi chồi vi nhân giống của hai giống cây mía được chọn (B4-227 và N14) phát triển rộng rãi ở Ethiopian Sugar Estates.

Vi chồi cùng đợt của các giống mía N14 và B41-227 có nguồn gốc từ các mẫu đỉnh chồi và có cùng kích thước (chiều dài chồi 3-4cm và 4-5 lá) được dùng để nghiên cứu trong các phản ứng cảm ứng tạo rễ của các giống mía trong các điều kiện nuôi cấy in vitro tương tự. Các giống này được lựa chọn vì chúng có đáp ứng tốt và có lượng đường cao trong một vài giống năng suất được dùng rộng rãi ở Ethiopian Sugar Estates. Môi trường ½ MS Murashige và Skoog (1962) bổ sung các nồng độ và kết hợp khác nhau của naphthalene acetic acid (NAA) và indole-3-acetic acid (IBA) được dùng trong thí nghiệm tạo rễ. Môi trường MS chứa 60 g/l sucrose (đường ăn) là nguồn carbon, pH môi trường được chỉnh về 5.8 trước khi bổ sung tác nhân làm đông với 8g/L và hấp khử trùng ở 121ºC và 15 psi trong 20 phút. Sau đó, 40mL môi trường nóng (chưa đông) được phân phối vào mỗi bình nuôi cấy. Thí nghiệm được tiến hành ở nhiệt độ 25 ± 2ºC với chu kỳ 16h sáng và 8h tối duy trì dưới ánh sáng huỳnh quang có cường độ ánh sáng 2500 µmol/m² S¹ và độ ẩm 75-80% trong tủ tăng trưởng. Thí nghiện được bố trí trong 3 nhân tố (giống mía với NAA và IBA) sự kết hợp thiết kế hoàn toàn ngẫu nhiên. Sau 4 tuần nuôi cấy trên môi trường tạo rễ, dữ liệu số rễ/chồi và chiều dài rễ trung bình được ghi nhận từ 5 cây con được chọn ngẫu nhiên trong 15 cây mỗi nghiệm thức kết hợp và các dữ liệu được thu thập được phân tích phương sai (ANOVA) sử dụng phần mềm thống kê SAS (phiên bản 9.2). Giá trị các nghiệm thức được tách ra sử dụng phương pháp REGWQ (Ryan-Einot-Gabriel-Welsch).
 

Phân tích phương sai (ANOVA) cho biết sự tương tác cùa kiểu gen cây mía, naphthalene acetic acid (NAA) và indole-3-butyric acid (IBA) có ý nghĩa cao (p<0.0001) lên số rễ/chồi và chiều dài rễ trung bình của hai giống mía được kiểm tra. Hai giống cũng cho thấy biến dị có giá trị lên cả số rễ/chồi và chiều dài rễ trung bình. Tuy nhiên, trên môi trường MS thiếu các loại auxin (NAA và/hoặc IBA), cảm ứng rễ không xuất hiện trên vi chồi ở cả hai giống (Hình 1 và 2). Điều này nhờ việc thiết lập tốt cho thấy các auxin toàn bộ đều cảm ứng rễ và phát triển khi chúng điều khiển các tiến trình cơ bàn trong phân chia và kéo dài tế bào [36-38]. Sự tương tác của IBA và NAA thúc đẩy thủy phân tinh bột trong suốt sự phát triển rễ và sau đó làm giảm tỉ lệ C:N và tăng hoạt tính protein:nitrogen trong sự phát triển rễ sơ khởi [39]. Các auxin kích hoạt các hoạt tính enzyme vốn quyết định các con đường sinh hóa khác nhau như protein, carbohydrates, nitrogen, và phenolics, trong quá trình cảm ứng rễ [39-41]. Giống mía B41-227 có số rễ/chồi lớn nhất (33 ± 0.15) với chiều dài rễ trung bình 2.92 ± 0.18 cm trên môi trường ½ MS bổ sung 2mg/L NAA với 1mg/L IBA (Số liệu 1-3) khi chỉ 24.17 ± 0.00 rễ/chồi với chiều dài rễ trung bình 2.58 ± 0.00 cm được quan sát ở N14 trên nhiều sự kết hợp môi trường giống nhau. Mối liên hệ mức và hoạt tính các auxin biến đổi và khác nhau không chỉ từ cây này đến cây khác, mà còn cơ quan này tới cơ quan khác, mô tới mô, tế bào tới tế bào [36]. Bổ sung thêm, sự khác nhau ở nồng độ của phân tử thụ thể (protein) cho các auxin và các khả năng chuyển hóa của kiểu gen cho kết quả khác nhau lên phản ứng tạo rễ giữa 2 kiểu gen (Bảng 1).
 

Trong giống mía N14, số rễ/chồi cao nhất (35 ± 0.20) với chiều dài rễ trung bình 3.20 ± 0.25 cm được quan sát trên môi trường ½ MS bổ sung 1mg/L NAA không IBA (Số liệu 1-3) trong khi cùng sự kết hợp nghiệm thức cho kết quả chỉ 16.25 ± 0.57 rễ/chồi với chiều dài rễ trung bình 2.71 ± 0.00 cm ở B41-227 (Số liệu 1 và 2). Tăng nồng độ IBA từ 0 đến 1 mg/L ở NAA 0mg/L tăng đáng kể số rễ/chồi (từ 0 ± 0.00 đến 14.05 ± 0.35) và chiều dài rễ trung bình (từ 0 ± 0.00 đến 1.23 ± 0.44 cm) ở B41-227. Tương tự, N14 cho thấy sự gia tăng đáng kể số rễ/chồi (từ 0 ± 0.00 đến 12.1 ± 0.57) và chiều dài rễ trung bình (từ 0 ± 0.00 đến 2.5 ± 0.06 cm) vì sự gia tăng nồng độ IBA từ 0 đến 1 mg/L ở NAA 0 mg/L. Tuy nhiên, giữ nồng độ IBA ở 0mg/L và tăng NAA vượt ra ngoài nồng độ tối ưu cho kết quả giảm đáng kể cả số rễ/chồi (từ 35 ± 0.20 đến 31 ± 0.69) và chiều dài trung bình (từ 3.20 ± 0.25 cm đến 2.45 ± 0.01 cm) ở N14. Điều này có lẽ liên quan đến các nồng độ NAA cao hơn gây ức chế cả việc cảm ứng tạo rễ và kéo dài rễ ở cây mía [30]. Tuy nhiên, mặc dù nhiều báo cáo về hoạt động sinh lý của cả các phytohormone, cơ chế phân tử của các ảnh hưởng của chúng giúp phát triển tế bào, phân chia tế bào, biệt hóa, hình thành cơ quan và các cơ chế tương tác chưa được làm sáng tỏ [36]. Tuy nhiên, các bước chính trong tín hiệu auxin là nhận thức khởi đầu của tín hiệu hormone bởi protein cảm thụ, chuỗi truyền tín hiệu, và phản ứng sinh lý cuối cùng (cảm ứng tạo rễ). Sự tiếp nhận tín hiệu auxin giống các hệ thống động vật, mỗi tế bào mục tiêu được giả định cho sự hiện diện các thụ thể có khả năng phát hiện các tín hiệu hormone và sau đó khởi đầu các sự kiện phân tử chính dẫn đến phản ứng sinh lý cuối cùng [42, 43].

Trong trường hợp B41-227, duy trì nồng độ NAA ở 2mg/L và tăng IBA từ 0-1mg/L cho thấy sự gia tăng đáng kể số rễ/chồi (từ 22.42 ± 0.17 đến 33 ± 0.15) và chiều dài rễ trung bình (từ 2.82 ± 0.00 đến 2.92 ± 0.18 cm). Tuy nhiên, tăng nồng độ IBA lên nữa từ 1-2 mg/L ở B41-227 cho thấy sự ngăn cản đáng kể số rễ/chồi (Số liệu 1) và chiều dài rễ tương ứng 16.18 ± 0.23 và 2.63 ± 1.20 cm (Số liệu 2). Sự ức chế cảm ứng và kéo dài rễ ở các nồng độ cao của IBA có thể vì sự tích tụ ethylene trong hộp nuôi cấy như các auxin ở tất cả các loại chất kích thích tế bào thực vật tạo ethylene làm chậm sự cảm ứng và kéo dài rễ [37]. Các kết quả này ở N14 trái ngược với các kết quả đạt được ở giống mía HSF-240 trên môi trường ½ MS chứa 1mg/L NAA [38]. Một mg/L NAA tốt nhất trong phản ứng tạo rễ ở cây mía [39]. Các kết quả đạt được ở B41-227 khác với các kết quả cảm ứng tạo rễ đạt được ở giống mía CP-77- 400 và BL- 4 trên môi trường chứa 2mg/L NAA và 1mg/L IBA [28]. Phytohormones NAA và IBA là các auxin được sử dụng rộng rãi trong nhân giống cây trồng thương mại ở mía. Chúng được chọn vì hiệu quả hình thành thân rễ, cho kết quả từ tính ổn định cao của chúng trong mô thực vật [41]. Điều này, ngược lại, sự lựa chọn hoàn hảo này ở nhiều giống khó hoặc không cảm ứng tạo rễ tốt như IAA. Tuy nhiên, auxin mạnh nhất không nhất thiết là auxin thích hợp nhất trong các giai đoạn phát triển và chất lượng rễ [44, 45]. Vì vậy, IAA (Indole-3-acetic acid) cả khi riêng lẻ hay kết hợp với NAA và/hay IBA nên được nghiên cứu cải thiện nhiều hơn để tối ưu hóa quy trình.
 

Thuần hóa
 

Cây con có rễ được lấy cẩn thận ra khỏi bình nuôi và rễ được rửa dưới vòi nước chảy nhẹ để làm sạch môi trường nuôi cấy đặc biệt là sucrose. Khi cây con từ môi trường sucrose cao dễ bị nấm tấn công có thể được hạn chế khi rửa sạch, các cây con được chuyển ra chậu đất gồm phân và đất tỉ lệ 2:8 đã được hấp khử trùng. Năm mươi cây con của mỗi giống được thuần hóa. Sau 4 tuần chuyển ra nhà kính, 100% cây con mỗi giống được thuần hóa và sống sót thành công (Số liệu 4).
 

Thảo luận
 

Khi thiếu nguồn bổ sung ổn định của vật liệu cây mía giống chất lượng và sạch bệnh là một trong các thử thách để đạt được kế hoạch sản xuất cho ngành Công nghiệp Đường Ethiopian sử dụng phương pháp nhân giống thông thường. Nhân giống in vitro quy mô lớn thông qua chồi đỉnh hay mẫu đỉnh sinh trưởng để đảm bảo nhân nhanh cây giống thuần sạch bệnh trong thời gian ngắn. Tạo rễ in vitro cho vi chồi nhân giống là giai đoạn quan trọng trong kỹ thuật vi nhân giống, ảnh hưởng đến tỷ lệ sống sót ex vitro. Trong nghiên cứu này, quy trình hiệu quả cảm ứng rễ in vitro được tối ưu hóa với giai đoạn thuần hóa sau đó trong vi nhân giống cây mía tử đỉnh chồi phân lập từ các giống B41-227 và N14. Theo đó, môi trường ½ MS chứa 2mg/L NAA và 1mg/L IBA cho B41-227 và 1mg/L NAA không có IBA cho N14 tạo ra 35± 0.20 rễ/chồi với chiều dài rễ trung bình 3.2 ± 0.25cm sau 30 ngày nuôi cấy khi chuyển qua môi trường cảm ứng rễ. Cây con cho 100% tỉ lệ sống sót trên hỗn hợp phân và đất trong vườn tỷ lệ 2:8 sau 4 tuần trồng cây trong điều kiện nhà kính. Vì vậy quy trình tối ưu có thể áp dụng để phát triển hệ thống rễ dồi dào và khỏe mạnh cho các giống mía và đóng vai trò mấu chốt trong giai đoạn bổ sung nguồn vật liệu cây giống nhanh chóng và chất lượng ở các giống mía và hạn chế các khó khăn hiện tại cho ngành công nghiệp đường. Sau này, các ảnh hưởng của IAA riêng lẻ hay kết hợp với NAA và/hay IBA trong tạo rễ in vitro và ex vitro ở vi chồi mía nhằm hợp nhất giai đoạn tạo rễ và thuần hóa như sự thay thế giúp giảm chi phí sản xuất có thể dùng trong nhân giống in vitro nên được nghiên cứu.
 

Chúng tôi chân thành cảm ơn Tập đoàn Đường Ethiopian đã hỗ trợ kinh phí nghiên cứu và Đại học Nông nghiệp  và Thuốc Thú y Jimma đã cung cấp thiết bị và phòng thí nghiệm nuôi cấy mô thực vật.  

Hình 1 Ảnh hưởng của IBA và NAA lên số rễ trên một chồi

Hình 2 Ảnh hưởng của IBA và NAA lên chiều dài rễ trung bình của các giống mía

Hình 3 Tạo rễ in vitro của B41-227 trên môi trường ½ MS + 2mg/L NAA +1mg/L IBA và N14 + 1mg/L NAA

Bảng 1 Mô tả mã công thức môi trường

Hình 4 Thuần hóa B41-227 và N14 trong phân vườn và đất tỉ lệ 2:8 sau 4 tuần

1.Singh N, Kumar A, Garg GK (2006) Genotype inflence of phytohormone combination and sub culturing on Micropropagation of sugarcane varieties. Indian Journal of biotechnology 5: 99-106.

2. FAO (2013) Food and Agriculture Organization of the United States of America. World sugarcane production statistics.

3. Suprasana P (2010) Biotechnological Interventions in sugarcane improvement: Strategies, methods and progress. Nuclear Agriculture and Biotechnology Division, Technology Development Article.

4. Katia CS, Silvana Creste, Tercilio Calsa Jr., Mauro AX, Marcos GAL, et al. (2012) Challenges, Opportunities and Recent Advances in Sugarcane Breeding.

5. Chatenet M, Delage C, Ripolles M (2001) Detection of sugarcane yellow leaf curl virus in quarantine and production of virus-free sugarcane by apical meristem culture. Plant disease 85: 1177-1180.

6. Guimarces CT, Sobral WS (1998) The Saccharum complex. Relation to other anderopogneae. Plant breed Rev 16: 269-288.

7. Sawant RA, Tawar PN (2011) Use of Sodium Hypochlorite as Media Steriliant in Sugarcane Micropropagation at Commercial Scale. Sugar Tech 13: 27-35.

8. ESISC (2008) Investment opportunity profie for sugarcane plantation and processing in Ethiopia. Ethiopian Investment agency, Addis Ababa, Ethiopia 18-22.

9. Rezene F (2009) The status of bio-fuels in Ethiopia. IUCN regional workshop on bio-fuels, Nairobi Kenya.

10. Gallo-Meagher, English RG, Abouzid A (2000) Thidiazuron stimulates shoot regeneration of sugarcane embryonic callus. In Vitro cellular and developmental biology plant 36: 37-40.

11. Jalaja NC, Neelamathi D, Sreenivasan TV (2008) Micropropagation for quality seed Production in sugarcane in Asia and the Pacifi. Sugarcane pub 13-60.

12. Naturland EV (2000) Organic farming in the tropics and Sub tropics. Kleinhaderner, Germany 10-15.

13. Ali A, Naz S, Siddiqui FA, Iqbal J (2008) An effiient protocol for large-scale production of sugarcane through micropropagation. Pak J Bot 40: 139-149.

14. Hendre RR, Iyer RS, Kotwal M (1983) Rapid multiplication of sugarcane by tissue culture. Sugarcane 1: 58.

15. Parmessur y, Aljanabi A, Saumtally S, Dookun-Saumtally A (2002) Sugarcane yellow leaf virus and sugarcane yellows phytoplasma: Elimination by tissue culture. Plant pathology 51: 561-566.

16. Anita PJ, Sehrawat RK, Punia A (2000) Effiient and cost effective micropropagation of two early maturing varieties of sugarcane (Saccharum Spp.). India sugar 50: 611-618.

17. Sandhu SK, Gossal SS, Thind KS, Uppal SK, Sharma B, et al. (2009) Field performance of micrpropagated plants and potential of seed cane for stock yield and quality in sugarcane. Sugar tech research article 11: 34-38.

18. Heinz DJ, Mee GW (1969) Plant differentiation from callus tissue of Saccharum species. Crop sci 9: 346-348. 

19. Lakshmanan (2012) Sugarcane tissue culture. Sugarcane for the future. Information sheet IS13034. 

20. Anonymous (2002) Micropropagation: Tissue culture techniques in sugarcane. Indian Institute of sugarcane Research, Directorate of sugarcane Development 1-2.

21. Comstock JC, Miller JD (2004) Yield comparison: Disease free tissue cultures versus bud propagated planted sugarcane plants and healthy versus yellow leaf virus infected plants. Journal American Society Sugar Cane Technologists 24:31-40.

22. Geetha S, Padmanabhan D (2001) Effect of hormones on direct somatic embryogenesis in sugarcane. Sugar Tech 3: 120-121.

23. Nand L, Ram K (1997) Yield comparison in sugarcane crop rose from conventional and mericlone derived seedcane. Ind Sugar 47: 617-621.

24. Soodi N, Gupta PK, Srivastava RK, Gosal SS (2006) Comparative studies on fild performance of micrpropagated and conventionally propagated sugarcane plants. Plant tissue cult and Biotech 16: 25-29.

25. Ramanand M Lal, Singh SB (2005) Comparative performance of micropropagated and conventionally raised crops of sugarcane. Sugar tech 7: 93-95.

26. Pospisilova J, Ticha I, Kadlecek P, Haisel D, Plzakova S (1999) Acclimatization of micropropagated plants to ex vitro conditions. Biologia plantarum 42: 481-497.

27. Lal J, Pande HP, Awasthi SK (1996) A general micropropagation protocol for sugarcane varieties. New Bot 23: 13-19.

28. Ali A, Naz S, Siddiqui FA, Iqbal J (2008) An effiient protocol for large-scale production of sugarcane through micropropagation. Pak J Bot 40: 139-149. 

29. Bahera KK, Sahoo S (2009) Rapid In Vitro micropropagation of sugarcane (Saccharum offiinarum L.cv-Nayana) through callus culture. Nature and science 7: 1545-0740.

30. Biradar S, Biradar BP, Patil VC, Patil VC, Kambar NS (2009) In Vitro plant regeneration using shoot tip culture in commercial cultivars of sugarcane. Karnataka Journal of Agricultural Science 22: 21-24.

31. Eldessoky DS, Ismail RM, Abdel-Hadi AH, Abdallah NA (2011) Establishment of regeneration and transformation system of sugarcane cultivar GT54-9 (C9).GM Crops 2: 126-134.

32. Gopitha K, Bhavani AL, Sentilmanickam J (2010) Effect of the different auxins and cytokinins on callus induction, shoot, root regeneration in sugarcane. International journal of pharma and biosciences 1: 4-5.

33. Khan IA, Dahot MU, Yasmin S, Kahtri A, Seema N, et al. (2006) Effect of sucrose and growth regulators on the micropropagation of sugarcane clones. Pakistan Pak J Bot 389: 961-967.

34. Pawar SV, Patil SC, Jambhale VM, Naik RM, Mehetre SS ( 2002) Rapid multiplication of commercial sugarcane varieties through tissue culture. Indian sugar 11: 183-186.

35. Sahoo DP, Samantrai D, Rout GR (2011) Rapid clonal propagation of Saccharum offiinarum L. vars. CO-6907 and CO-86249 and to assesse the genetic uniformity through molecular markers. Plant biosystems 145: 445-451.

36. George EF, Machakova I, Zazimalova E (2008) Plant propagation by tissue culture. Springer, Netherlands.

37. Hartmann HT, Kester DE, Davies FT, Geneve RL (1997) Plant Propagation: Principles and Practices. Prentice Hall International, London, UK.

38. Muhammad Nakhooda, Maria Paula WATT, David MYCOCK. (2014) The choice of auxin analogue for In Vitro root induction inflences post-induction root development in Eucalyptus grandis. Turk J Agric For 37: 258-266.

39. Das P, Basak UC, Das AB (1997) Metabolic changes during rooting in pregrilled stem cuttings and air layers of Heritiera. Bot Bull Acad Sin 38: 1-4.

40. Woodward AW, Bartel B (2005) Auxin: regulation, action, and interaction. Ann Bot 95: 707-735.

41. Gaspar T, Kevers C, Hausman JF (1997) Indissociable chief factors in the inductive phase of adventitious rooting. In: A. Altman and Y. Waisel (eds.), Biology of Root Formation and Development. Plenum Press, New York. 

42. Druege U, Zerche KR, Ernst M (2000) Relationship between nitrogen status, carbohydrate distribution and subsequent Rooting of Chrysanthemum Cuttings as Affected by Pre-harvest Nitrogen Supply and Cold-storage. Ann Bot 85: 687-701.

43. Friedman R, Altman A, Bachrach U (1985) Polyamines and Root Formation in Mung Bean Hypocotyl Cuttings: II. Incorporation of Precursors into Polyamines.Plant Physiol 79: 80-83.

44. Weiler EW (1984) Immunoassay of plant growth regulators. Annual review of plant physiology 35: 85-95. 

45. Mato MC, Rua ML, Ferro E (1988) Changes in levels of peroxidase and phenolics during root formation in Vitis cultured In Vitro. Physiol Plant 72: 84-88.

Trâm Anh
SBC Scientific